VETERINÁRNÍ A FARMACEUTICKÁ UNIVERZITA BRNO
FAKULTA VETERINÁRNÍ HYGIENY A EKOLOGIE
Ústav ekologie a chorob zoozvířat, zvěře, ryb a včel
NEMOCI RYB
Návody k praktickým cvičením
MVDr. Hana Minářová
doc. MVDr. Miroslava Palíková, Ph.D.
MVDr. Ľubomír Pojezdal, Ph.D.
MVDr. Ivana Papežíková, Ph.D.
MVDr. Veronika Piačková, Ph.D.
BRNO 2020
PODĚKOVÁNÍ
Tato skripta vznikla z finanční podpory projektu IVA VFU Brno 2019FVHE/2190/46.
Poděkování autorů patří Ing. Janu Grmelovi, Ph.D. za pečlivou revizi skript a rovněž
oponentům MVDr. Elišce Zuskové, Ph.D. a prof. MVDr. Zdeňce Svobodové, DrSc. za
podnětné připomínky.
ADRESY AUTORŮ
MVDr. Hana Miná řová
Ústav ekologie a chorob zoozvířat, zvěře, ryb a včel, Fakulta veterinární hygieny a ekologie,
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno, Palackého tř. 1946/1, 612 42 Brno
Oddělení imunologie, Výzkumný ústav veterinárního lékařství, v. v. i., Hudcova 296/70, 621 00
Brno
doc. MVDr. Miroslava Palíková, Ph.D., MVDr. Ivana Papežíková, Ph.D.
Ústav ekologie a chorob zoozvířat, zvěře, ryb a včel, Fakulta veterinární hygieny a ekologie,
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno, Palackého tř. 1946/1, 612 42 Brno
Ústav zoologie, rybářství, hydrobiologie a včelařství, Agronomická fakulta, Mendelova
univerzita v Brně, Zemědělská 1665/1, 613 00 Brno
MVDr. Ľubomír Pojezdal, Ph.D.
Laboratoř virologie ryb, Výzkumný ústav veterinárního lékařství, v. v. i., Hudcova 296/70,
621 00 Brno
MVDr. Veronika Pia čková, Ph.D.
Jihočeské výzkumné centrum akvakultury a biodiverzity hydrocenóz, Fakulta rybářství
a ochrany vod, Jihočeská univerzita v Českých Budějovicích, Zátiší 728/II, 389 25 Vodňany
3
OBSAH
1. Přehled nejvýznamnějších druhů ryb v ČR……………………………………………… 4
2. Posouzení výživného stavu, určení věku a pohlaví ryb…………………………………. 13
3. Patologicko-anatomická pitva ryb………………………………………………………. 17
4. Diagnostika chorob ryb – obecné schéma………………………………………………. 22
5. Diagnostika virových onemocnění ryb………………………………………………….. 28
6. Diagnostika bakteriálních onemocnění ryb……………………………………………… 36
7. Diagnostika onemocnění působených eukaryotickými původci………………………… 46
8. Diagnostika neinfekčních onemocnění ryb……………………………………………… 59
9. Hematologické vyšetření ryb……………………………………………………………. 65
Literatura……………………………………………………………………………………. 77
Autoři fotografií, obrázků a tabulek………………………………………………………… 78
4
1. PŘEHLED NEJVÝZNAMN ĚJŠÍCH DRUHŮ RYB V ČR
A. RYBOCHOVNÁ ZA ŘÍZENÍ
1. Rybníkářství
1.1. Kapr obecný (Cyprinus carpio)
Naší hospodářsky nejvýznamnější rybou a hlavním druhem kaprového rybníkářství je
kapr obecný. Díky svým vhodným vlastnostem (vysoké přírůstky, odolnost, nenáročnost,
kvalitní maso) je člověkem chován již několik tisíc let. Kromě produkce pro konzumní účely
se chová také jako okrasná ryba (barevné varianty koi). Ve volných vodách je kapr obecný
typickým zástupcem cejnového pásma našich řek. V Austrálii se však například jedná
o nebezpečný invazní druh, zvažuje se zde proto jeho vyhubení pomocí koi herpesviru.
V našich podmínkách nacházíme tři rovnocenné formy kapra – šupinatý, lysý (řádkový)
a hladký. Šupinatá forma má šupinami kryté celé tělo, lysá forma má šupiny u bází ploutví a na
hřbetní linii těla, lysec řádkový má ještě řadu šupin podél postranní čáry a hladká forma má
pouze několik málo šupin u bází ploutví. Kromě vzhledu se tyto formy liší i odolností vůči
chorobám (koi herpesviróza, edémová nemoc kaprů), která je vyšší u šupinaté formy, blíže
příbuzné původní divoké formě kapra (amurský sazan). Kapr má laterálně zploštělé, vysoké
tělo (divoká forma má tělo protáhlé), dlouhou hřbetní ploutev, dva páry vousků a velká
vysunovatelná ústa. Živí se především bentosem (nedravý všežravec), přikrmován bývá často
obilninami. Jde o velice odolný druh, snáší i nízkou koncentraci kyslíku díky nouzovému
dýchání pomocí prokrvené sliznice patra (tzv. troubení).
K výtěru kapra a vykulení plůdku dochází na konci jara (květen–červen), patří mezi
fytofilní druhy ryb. Optimální teplota vody se u kapra pohybuje kolem 20 °C. Rostoucí ryby se
označují podle stáří (počtu prožitých vegetačních období) písmenem K se spodním indexem –
váčkový plůdek (Ko), tzv. rychlený plůdek (Kr), plůdek K1, násada K2 a tržní kapr K3, K4.
Generační ryby mají označení Kg nebo Kgen. Tržní hmotnost se pohybuje kolem 2,5 kg (této
hmotnosti kapr dosahuje za 3–4 roky v závislosti na teplotě), jedinci starší 30 let však mohou
dosáhnout i hmotnosti přes 30 kg a délky až 110 cm.
5
1.2. Vedlejší (doplňkové) druhy kaprového rybníkářství
Amur bílý ( Ctenopharyngodon idella)
V 60. letech 20. století byly do našich vod importovány býložravé kaprovité ryby
z povodí asijské řeky Amur. Tyto hospodářsky cenné ryby jsou chovány v kaprovém
rybníkářství jako vedlejší (doplňkové) druhy.
Amur bílý má protáhlé, válcovité tělo s velkými šupinami a krátkou hřbetní ploutví,
může dosahovat hmotnosti i přes 30 kg. Hlava je malá a široká, typickým znakem jsou nízko
posazené oči a široká ústa. Živí se především vyššími rostlinami (např. okřehek, orobinec, ale
i listy, tráva), ochotně však přijímá i krmivo podávané kaprům. Rostlinné potravě odpovídá
i délka střeva, které je výrazně delší než u všežravých a masožravých ryb. Trávení není příliš
efektivní, velká část potravy prochází zažívacím traktem nezměněna. Je adaptován na mělké
prohřáté vody a dobře snáší i nízký obsah kyslíku. V přirozeném prostředí pohlavně dospělí
jedinci migrují proti proudu a vytírají se do vodního sloupce, pelagické jikry jsou poté unášeny
proudem vody. V našich podmínkách je však možný pouze výtěr umělý. Jde o bojovnou rybu
s velice chutným jemným masem, je proto oblíbeným úlovkem sportovních rybářů.
Tolstolobik bílý (Hypophthalmichthys molitrix)
Dalším importovaným býložravým druhem je tolstolobik bílý, který dosahuje hmotnosti
i přes 20 kg. Hlava je velká s velice nízko posazenýma očima a velkými svrchními ústy, tělo je
kryté drobnými šupinami a na břiše vybíhá v ostrý kýl (od prsních ploutví po ploutev řitní). Živí
se fytoplanktonem (vodní řasy a sinice), střevo je v důsledku adaptace na tuto potravu extrémně
dlouhé (až 15× delší než tělo). Podobně jako amur je tato ryba bojovná, při vyrušení často
vyskakuje nad hladinu. Maso tolstolobika je poměrně tučné, hodí se proto především k uzení.
Tolstolobec pestrý (Hypophthalmichthys nobilis)
Tolstolobec je blízce příbuzný tolstolobiku a velice se mu podobá. Na rozdíl od něj má
skvrnité zbarvení a delší prsní ploutve, břišní kýl se navíc objevuje až v oblasti břišních ploutví.
U tolstolobika a tolstolobce však dochází i ke křížení a prolínání těchto poznávacích znaků.
Živí se fytoplanktonem i zooplanktonem. Kůže je velmi dobře prokrvena a při manipulaci může
dojít ke krvácení, což může snížit prodejnost této ryby.
Lín obecný (Tinca tinca)
Jedním z našich původních vedlejších druhů ryb kaprového rybníkářství je lín obecný.
Jde o středně velkou kaprovitou rybu dosahující průměrné hmotnosti 500 g, růst je poměrně
6
pomalý. Přirozeným prostředím lína jsou mělké stojaté vody s hustou vegetací. Tělo má olivově
zelené až zelenožluté zbarvení, je kryté silnou vrstvou kožního hlenu a drobnými šupinami
zanořenými hluboko do škáry. Typickým znakem jsou zaoblené ploutve, jeden pár vousků
a načervenalé oko. Hřbetní ploutev je krátká. Stejně jako kapr je lín velice odolný a vyhledává
i podobnou potravu (v oblibě má žížaly). Maso je chutné, ceněné především v Itálii a západní
Evropě.
Štika obecná (Esox lucius)
Významným a také naším nejznámějším zástupcem dravých doplňkových ryb je štika
obecná. V rybníkářství je její přítomnost žádaná zejména pro snižování počtu ryb nežádoucích,
uhynulých, nemocných či jinak oslabených (tzv. zdravotní policie). Může však lovit i mladší
kategorie kapra a nezřídka dochází ke kanibalismu. Stejně jako ostatní dravé ryby je také
důležitou součástí účelových rybích obsádek vodárenských nádrží. Ve volných vodách se s ní
setkáváme již v lipanovém pásmu, preferuje ale především mělké vody s dostatkem úkrytů
a rostlin, na které se vytírá. Štika má typický šípovitý tvar těla, zelenohnědé zbarvení se
světlými skvrnami, drobné šupiny a pruhované ploutve. Hlava je dlouhá se žlutýma očima
a bohatě ozubenými čelistmi. Hřbetní a řitní ploutev umístěná vzadu u ploutve ocasní zajišťuje
štice dosažení vysoké rychlosti během krátkého časového intervalu. Štika je teritoriální a své
stanoviště brání před jinými dravci. Díky své velikosti (i přes 120 cm) je oblíbeným trofejním
úlovkem sportovních rybářů.
Candát obecný (Sander lucioperca)
Candát obecný je dalším významným zástupcem dravých ryb kaprového rybníkářství.
Vyskytuje se v parmovém a cejnovém pásmu našich vod, kde dosahuje délky až 110 cm. Je
velmi citlivý na kvalitu vody. Má torpédovitý tvar těla, ktenoidní šupiny a na bocích tmavé
pruhy, které v dospělosti mizí. Typickým znakem jsou dvě hřbetní ploutve (přední vyztužená
tvrdými paprsky, zadní měkkými) a ozubené čelisti se čtyřmi výraznějšími tzv. psími zuby.
Břišní ploutve jsou umístěné vpředu a umožňují plíživý způsob lovu, oči jsou velké v důsledku
především noční aktivity. Mladší kategorie se pohybují ve skupinách. Zvláštností je důsledná
péče samce o jikry, které chrání až do vylíhnutí. Maso candáta je velice chutné a patří k těm
nejdražším. Na Slovensku a v dolních tocích Moravy a Dyje se můžeme setkat i s candátem
východním (Sander volgensis), příbuzným zástupcem ostnoploutvých ryb, který však nemá
„psí“ zuby.
7
Okoun říční (Perca fluviatilis)
Okoun říční je další ostnoploutvou rybou našich rybníků a téměř všech volných vod
s výjimkou pstruhového pásma. Vzhledem se podobá candátovi – má ktenoidní šupiny,
dvojitou hřbetní ploutev a na bocích tmavé pruhy. Tělo je však poměrně vysoké a jeho délka
obvykle nepřesahuje 50 cm. Ocasní, řitní a břišní ploutve mají načervenalé zbarvení. Ústa jsou
velká s nepříliš výraznými zuby. Jikry tvoří typické provazce, které se zachycují o okolní
předměty. Podobně jako candát má okoun velmi chutné maso.
Sumec velký (Silurus glanis)
Největší rybou našich vod je sumec velký, který dorůstá délky přes 2 m a může
dosáhnout hmotnosti téměř 100 kg. Jeho přirozeným prostředím jsou teplé vody cejnového
pásma, kde se vytírá na rostliny. O jikry se stará samec a hlídá je až do vylíhnutí. Dospělý
sumec má širokou hlavu a protáhlé tělo s mramorováním, krátkou hřbetní ploutev a výrazně
prodlouženou ploutev řitní. Kůže je silná, bez šupin a velice slizká. Jde o nočního dravce, má
malé oči a velká široká ústa s drobnými zuby, do kterých nasává potravu. Na horní čelisti má
dva dlouhé pohyblivé vousy. Na dolní čelisti má dva páry kratších vousků, které mají funkci
hmatovou a slouží rovněž jako chemoreceptory. U sumce se často setkáváme s kanibalismem,
výjimkou nejsou ani případy pozření větších živočichů (např. menších ptáků). V některých
zemích je považován za invazní druh. V rámci sportovního rybolovu se jedná o atraktivní
a ceněnou rybu.
Úhoř říční (Anguilla anguilla)
Další dravou rybou, která je hospodářsky velmi cenná, je úhoř říční. K jeho výtěru
dochází přirozeně v Sargasovém moři, kvůli překážkám na tocích řek je však třeba k nám úhoří
monté dovážet a vysazovat, obvykle do vod parmového a cejnového pásma. V některých
evropských zemích se můžeme setkat i s intenzivními chovy. Tělo úhoře je hadovité, kryté
drobnými oválnými šupinami, které jsou vrostlé hluboko do kůže. Někteří jedinci mohou dorůst
délky až 150 cm, samci jsou výrazně menší. Břišní ploutve chybí, zatímco hřbetní, ocasní a řitní
splývají do celistvého ploutevního lemu. Larvální stadium se vzhledem výrazně liší, je bezbarvé
a tvarem připomíná vrbový list. Kůže úhoře produkuje velké množství slizu a slouží spolu
s plynovým měchýřem jako pomocný dýchací orgán. Způsob rozmnožování nebyl dosud zcela
objasněn. Během své 1,5 roční cesty k Sargasovému moři dospělci nepřijímají potravu a po
vytření hynou. Zajímavostí je také vliv salinity vody na pohlaví ryb, kdy ve sladkých vodách
se stávají z monté téměř výlučně samice. Úhoř loví především v noci a s oblibou se zavrtává do
8
bahna, což může způsobovat problémy při výlovu. V krvi se nachází toxin, jehož pozření může
mít až smrtelné následky. Tepelnou úpravou však dochází k jeho inaktivaci a maso úhoře je tak
oblíbenou pochoutkou.
Síh severní maréna (Coregonus maraena)
Síh maréna (maréna velká) byl do České republiky importován z východoevropských
jezer jako doplňkový druh kaprového rybníkářství. V našich podmínkách se vytírá především
uměle. Jako zástupce lososovitých ryb má i síh tukovou ploutvičku a vyžaduje chladnější čistou
vodu. Tělo je stříbrně zbarvené, s malou hlavou, průměrná délka se pohybuje okolo 40 cm.
Síh žije v hejnech a je ceněným filtrátorem zooplanktonu. V našich vodách se vyskytuje také
síh peleď (Coregonus peled), se kterým se maréna často kříží.
1.3. Doprovodné druhy ryb
Mezi doprovodné ryby řadíme druhy, které se v rybníku nechovají za účelem produkce
masa, a často jde o potravní konkurenty kapra. Slouží ovšem jako potrava dravých ryb
a přispívají tak k produkci jejich svalové hmoty. Jde především o kaprovité ryby, např. plotice
obecná (Rutilus rutilus), perlín ostrobřichý (Scardinius erythrophthalmus), ouklej obecná
(Alburnus alburnus), cejnek malý (Blicca bjoerkna); dále také cejn velký (Abramis brama),
karas obecný (Carassius carassius) aj. Druhové určení je v některých případech náročné, kromě
běžných morfologických znaků (zbarvení, postavení ploutví, úst apod.) se využívá například
rozlišení pomocí počtu ploutevních paprsků. Některé druhy mohou mít i značný invazní
potenciál, především karas stříbřitý (Carassius gibelio) a střevlička východní (Pseudorasbora
parva).
2. Pstruhařství
Pstruh duhový (Oncorhynchus mykiss)
V České republice je nejvýznamnějším zástupcem akvakultury lososovitých ryb pstruh
duhový, který byl do Evropy importován ze Severní Ameriky. Kromě umělého vysazování
dochází v některých našich řekách také k jeho přirozenému výtěru. Teplotní optimum vody se
pohybuje kolem 15 °C, dokáže se však přizpůsobit i teplotám mírně vyšším. Vyskytuje se proto
i mimo pstruhové revíry a v chladnějších vodách může být doplňkovou rybou kaprového
rybníkářství. Intenzivní chov probíhá v průtočných, či recirkulačních systémech (např.
dánského typu) za využití biologických filtrů. Vzhledem k vyšší odolnosti je ke komerčnímu
9
odchovu vhodnější než pstruh obecný; lépe si zvyká na granulované krmivo a má také vyšší
přírůstky.
Tělo je vřetenovité s drobnými šupinami, našedlým zbarvením a černými tečkami, které
nacházíme i na ploutvích včetně hřbetní, ocasní a tukové ploutvičky. Typickým znakem je také
narůžovělý pruh v oblasti postranní čáry. Pstruh duhový má ozubené čelisti a je všežravec,
v intenzivních chovech se ke krmení využívají granulované směsi. Tržní hmotnosti 250 g
dosahuje přibližně za 1,5 roku, za vhodných podmínek může dorůst délky i přes 80 cm. Maso
této dravé ryby je velice chutné, setkat se můžeme také s tzv. pstruhem lososovým, který má
svalovinu sytě oranžovou v důsledku zvýšeného obsahu karotenoidů v krmivu. Barevnou
mutací je pstruh duhový zlatý.
Siven americký (Salvelinus fontinalis)
Další významnou lososovitou rybou chovanou pro komerční účely je siven americký.
Tento druh se velmi podobá pstruhu duhovému, má však výraznější zbarvení a vyskytuje se
i ve vodách s velice nízkým pH. Dobře snáší také nízkou teplotu vody, nicméně stejně jako
ostatní lososovité ryby je citlivý na obsah kyslíku. Tělo je olivově zelené se žlutými tečkami až
mramorováním, břicho načervenalé. Ploutve prsní, břišní i řitní jsou načervenalé s výrazným
bílým lemováním. V našich vodách dochází ke křížení s pstruhem obecným a vznikají tzv.
tygrovité ryby.
3. Chov na oteplených vodách
Odpadní teplo z elektráren a jiných zařízení může být využito pro intenzivní chov ryb.
Jedná se například o ryby chrupavčité – jeseter malý (Acipenser ruthenus), jeseter ruský
(Acipenser gueldenstaedtii), jeseter hvězdnatý (Acipenser stellatus), jeseter sibiřský (Acipenser
baerii), veslonos americký (Polyodon spathula) a vyza velká (Huso huso), která je největší
sladkovodní rybou světa. Dále se na oteplených vodách chovají nepůvodní teplomilné druhy
jako až 120 cm velký sumeček africký (Clarias gariepinus; také keříčkovec červenolemý) nebo
tilápie nilská (Oreochromis niloticus; také tlamoun nilský).
Jeseter malý (Acipenser ruthenus)
Jeseter malý, zástupce jedné z vývojově nejstarších skupin ryb, se u nás vyskytuje
okrajově v řece Dyji a Moravě, kam se dostává z Dunaje. Je také oblíbenou okrasnou rybou
zahradních jezírek. Má protáhlé tělo kryté kostěnými štítky a dlouhý rypec se čtyřmi vousky.
10
Ocasní ploutev je heterocerkní (asymetrická), hřbetní ploutev je umístěna v zadní části těla.
Živí se především bentosem a může dosáhnout délky až 120 cm. Jedná se o chráněný druh,
problémem je ilegální lov kvůli ceněnému kaviáru.
B. VOLNÉ VODY
Tekoucí vody tradičně dělíme do čtyř rybích pásem, která popsal v roce 1871 profesor
Antonín Frič. Tato pásma v sebe plynule přechází a mají svou typickou ichtyofaunu, která úzce
souvisí s životními podmínkami v daném pásmu (obsah kyslíku, teplota vody, dostupná
potrava).
1. Pstruhové pásmo
V pstruhovém pásmu našich volných vod se setkáváme s druhy, které vyžadují čistou
vodu s nízkou teplotou a vysokým obsahem kyslíku. Jde především o ryby lososovité – pstruh
obecný (Salmo trutta m. fario), pstruh duhový (Oncorhynchus mykiss) a siven americký
(Salvelinus fontinalis). Dále se zde vyskytuje např. vranka obecná (Cottus gobio) a střevle
potoční (Phoxinus phoxinus), drobné rybky, které jsou u nás zákonem chráněné. Setkat se
můžeme i s mřenkou mramorovanou (Barbatula barbatula) a mihulí potoční (Lampetra
planeri). Sekundární pstruhová pásma mohou vznikat i u výtoku chladné vody
z hloubky přehradních nádrží nebo při ústí chladných pramenů do toku (Svitava v Březové).
Pstruh obecný potoční (Salmo trutta m. fario)
Pstruh obecný potoční je významným původním druhem pstruhového pásma našich
vod. Je velmi podobný pstruhu duhovému, liší se však zelenohnědým zbarvením, které na
bocích přechází do žluta. Tělo je navíc pokryto černými (u postranní čáry červenými) skvrnami
v bílých dvorcích, které nezasahují na ocasní a hřbetní ploutev. Vzhledem k intenzivnímu
sportovnímu rybolovu, nadbytku predátorů a nedostatku úkrytů je třeba násady pstruha do
volných vod pravidelně vysazovat.
2. Lipanové pásmo
Kromě lipana podhorního (Thymallus thymallus) se v lipanovém pásmu vyskytuje např.
mník jednovousý (Lota lota), jelec tloušť (Squalius cephalus), jelec proudník (Leuciscus
leuciscus), hrouzek obecný (Gobio gobio) a setkat se zde můžeme i se štikou obecnou (Esox
lucius) a okounem říčním (Perca fluviatilis).
11
Lipan podhorní (Thymallus thymallus)
Mezi naše původní druhy ryb, které je dnes třeba do volných vod vysazovat, patří také
lipan podhorní. Stejně jako ostatní lososovité ryby má i lipan tukovou ploutvičku, celkovým
vzhledem se však výrazně liší. Hřbetní ploutev je velká, praporovitá a duhově zbarvená
obzvláště u samců v období tření. Stříbřité tělo je kryto drobnými šupinami umístěnými
v řádcích, ústa jsou malá a zašpičatělá. Lipan je všežravec, hlavní složku jeho potravy tvoří
bentos. Může dosáhnout délky přes 50 cm. Na rozdíl od pstruha nevyhledává úkryty a je méně
plachý, proto se stává častou kořistí predátorů. Má mimořádně kvalitní a chutné maso,
vzhledem k jeho nízkým počtům se však u nás ve větší míře nekonzumuje.
Jelec tloušť (Squalius cephalus)
Jelec tloušť je velice nenáročný zástupce kaprovitých ryb, který se může vyskytovat
prakticky ve všech rybích pásmech. Má protáhlé válcovité tělo, velké šupiny a zaoblené
ploutve, z nichž řitní a břišní mají typické načervenalé zbarvení. Ústa jsou velká a umožňují
příjem rozmanité potravy, v oblibě má například i spadané ovoce. Dorůstá délky až přes 60 cm,
a přestože je oblíbeným úlovkem sportovních rybářů, jeho maso není příliš kvalitní.
3. Parmové pásmo
V teplejších vodách parmového pásma se vyskytuje především parma obecná (Barbus barbus),
ostroretka stěhovavá (Chondrostoma nasus) a podoustev říční (Vimba vimba), bolen dravý
(Leuciscus aspius) či chráněná ouklejka pruhovaná (Alburnoides bipunctatus). Dále zde žije
jelec tloušť (Squalius cephalus), plotice obecná (Rutilus rutilus), hrouzek obecný (Gobio gobio)
a často také kapr obecný (Cyprinus carpio), štika obecná (Esox lucius), candát obecný (Sander
lucioperca), okoun říční (Perca fluviatilis) nebo úhoř říční (Anguilla anguilla).
Parma obecná (Barbus barbus)
Nejtypičtějším zástupcem parmového pásma našich vod je parma obecná, podle které
bylo i pojmenováno. Tato kaprovitá ryba je přizpůsobena životu v proudící vodě – má štíhlé
válcovité tělo a velké načervenalé ploutve se špičatými konci. Boky jsou nazlátlé, hlava
přechází v dlouhý rypec se čtyřmi vousky a velkými spodními ústy. Při vyhledávání potravy,
kterou tvoří především bentické organizmy, převrací parma často kameny. Může dorůst délky
i přes 80 cm. V období tření obsahují především pohlavní produkty termostabilní toxin
12
cypridin, který může způsobit u konzumentů tzv. parmovou choleru. Maso není příliš chutné,
parma je však mezi rybáři ceněným úlovkem díky své bojovnosti.
Ostroretka stěhovavá (Chondrostoma nasus)
Ostroretka stěhovavá, zástupce kaprovitých ryb, je původním druhem moravských vod.
Má štíhlé stříbřité tělo a může dosahovat délky i přes 50 cm. Prsní, břišní a řitní ploutve jsou
načervenalé. Typickým znakem jsou zvláštně tvarovaná ústa, která tvoří příčnou štěrbinu
s ostrou hranou. Ostroretka se živí především nárůsty řas, které pomocí této hrany oškrabává.
Je oblíbeným úlovkem sportovních rybářů.
Bolen dravý (Leuciscus aspius)
Bolen dravý je naší jedinou dravou kaprovitou rybou. Jeho tělo je štíhlé, stříbřitě
zbarvené, načervenalé ploutve jsou ostře zakončené a vykrojené. Může dosahovat délky téměř
100 cm. Velká neozubená ústa mají horní postavení, spodní čelist vybíhá v typický výběžek,
který zapadá do prohlubně v čelisti horní. Bolen je při lovu neustále v pohybu, čímž se liší od
ostatních dravců, kteří často útočí ze zálohy. Jelikož je velice opatrný, jedná se o náročný úlovek
oblíbený mezi rybáři, přestože jeho maso není ve srovnání s jinými dravci tak kvalitní.
4. Cejnové pásmo
V pomalu tekoucích, teplejších vodách cejnového pásma se vyskytuje nejvyšší počet
našich druhů ryb. Voda je zde často zakalená, s vysokým obsahem organických látek a bohatou
vegetací. Toto prostředí vyhovuje především širokému spektru kaprovitých ryb, žije zde např.
kapr obecný (Cyprinus carpio), amur bílý (Ctenopharyngodon idella), cejn velký (Abramis
brama), cejnek malý (Blicca bjoerkna), jelec tloušť (Squalius cephalus), plotice obecná (Rutilus
rutilus), hrouzek obecný (Gobio gobio) aj. Vyskytuje se zde také většina našich dravých ryb,
např. štika obecná (Esox lucius), candát obecný (Sander lucioperca), okoun říční (Perca
fluviatilis), sumec velký (Silurus glanis) či úhoř říční (Anguilla anguilla).
13
2. POSOUZENÍ VÝŽIVNÉHO STAVU, UR ČENÍ VĚKU
A POHLAVÍ RYB
A. POSOUZENÍ VÝŽIVNÉHO STAVU
Posouzení výživného stavu ryb je podstatné především v kaprovém rybníkářství, a to
zejména před zimním obdobím. Zdravotní stav, ve kterém ryby do této části roku vstupují, může
být rozhodující pro jejich přežití. S vyhublostí se přitom u ryb setkáváme až při delším působení
negativních faktorů, obvykle v důsledku nedostatečné výživy či při déletrvajícím onemocnění.
1. Objektivní posouzení
K objektivnímu posouzení výživného stavu ryb slouží tzv. koeficient vyživenosti
(vzorec podle Fultona):
�� = ℎ����� �� × 100
��� ��� ���
Do vzorce dosazujeme hmotnost ryby a délku těla bez ocasní ploutve. Výsledná hodnota
by se měla u kapřího plůdku před zimováním pohybovat v rozmezí 1,5–3 a více (u pstruha
duhového 1,2–2 a více). Při nižších hodnotách je výživný stav nepříznivý a pravděpodobnost
ztrát během zimního období vysoká.
Výživný stav ryb můžeme posoudit i pomocí některých krevních parametrů. Jde
především o celkovou bílkovinu krevní plazmy, kterou zjišťujeme při biochemickém vyšetření
krve. U kaprů v dobrém výživném stavu by se její hodnoty měly pohybovat v rozmezí 20–
40 g.l-1, u pstruhů duhových 30–60 g.l-1.
2. Subjektivní posouzení
V rámci subjektivního posouzení sledujeme u ryb tzv. znaky vyhublosti. Kachektický
kapr má střechovitý hřbet, tělo je zdánlivě nízké, protáhlé a na průřezu získává trojúhelníkový
tvar (Obr. 1). Hlava a ploutve působí v důsledku úbytku svaloviny a tukové tkáně těla větší než
u dobře živených jedinců. Břicho je vpadlé, na bocích se rýsují žebra, prsní, břišní a řitní ploutve
mají viditelné kostěné násadce. Ryby nemají hrudní kost, volná žebra proto mohou
v extrémních případech perforovat tělní stěnu. Na hlavě kapra je typický příčný žlábek nad
rypcem, oči jsou vpadlé a na skřelovém víčku jsou dobře patrné švy skřelových kostí.
14
U lososovitých ryb jsou tyto znaky podobné, na hlavě se však nesetkáváme s příčným
žlábkem a tvar těla na průřezu je díky přítomnosti horních žeber obdélníkový (Obr. 1). Zatímco
při dobrém výživném stavu je tělo nejvyšší v oblasti odstupu hřbetní ploutve, u vyhublých
lososovitých ryb je výška těla stejná v celé jeho délce.
Obr. 1. Porovnání změny tvaru těla při úbytku svaloviny u kaprovitých (vlevo) a lososovitých
(vpravo) ryb (příčný průřez).1
B. URČENÍ VĚKU
Ryby patří mezi živočichy s otevřeným růstem, jeho rychlost se však v průběhu života
mění. Mladší ryby rostou velice rychle, u starších věkových kategorií mohou být roční přírůstky
nepatrné. Růst je ovlivněn mnoha faktory, věk ryby se tak nedá odhadnout pouze na základě
velikosti. Zatímco v intenzivních chovech stáří ryb známe, při vyšetřování ryb z volných vod
je možné věk určit pomocí šupin, skřelových kostí, obratlů nebo otolitů. Využíváme přitom
skutečnosti, že intenzita růstu se během roku mění. V letním období jsou přírůstky největší,
v zimě ryby nepřijímají potravu a růst se zpomaluje.
Nejběžnějším způsobem určení věku u ryb je vyšetření šupin. Odebíráme je z první
řady kolem postranní čáry v místě odstupu břišních ploutví, vyhýbáme se přitom matným
regenerátům. Po očištění šupiny prosvětlujeme a prohlížíme pod lupou nebo mikroskopem. Při
vyšetření postupujeme od středu k okrajům a pozorujeme jednotlivé vrstvy (sklerity). V období
vegetačního klidu vznikají každý rok mezi sklerity výraznější zúžení a dochází tak k jejich
nahuštění (tzv. annulus) v důsledku nízkých přírůstků (Obr. 2). Počet těchto tmavších prstenců
tedy odpovídá věku ryby. Onemocnění, nedostatek potravy či hladovění v období
15
rozmnožování může být příčinou vzniku annulu falešného, který je ovšem často přerušovaný
a nepravidelný.
Vyšetření skřelových kostí, obratlů a otolitů probíhá obdobně, příprava preparátů je
však mnohem náročnější. Kosti je třeba předem vyvařit, očistit a tence vybrousit. Určení věku
pomocí skřelových kostí se využívá u mladších věkových kategorií s drobnými šupinami.
U sumce, který nemá šupiny a jehož skřelové kosti jsou příliš silné, se věk odečítá z obratlů.
Úhoř má šupiny i kosti příliš drobné, proto se v jeho případě vyšetřují otolity (statolity), tzv.
sluchové kaménky nacházející se ve vnitřním uchu. Do lebeční dutiny se dostaneme po
rozstřižení horní čelisti a lebky úhoře v mediální rovině. Na každé straně spodiny lebeční
nacházíme tři otolity, z nichž se odebírá ten největší.
Obr. 2. Šupina čtyřletého kapra.1
C. URČENÍ POHLAVÍ
Zatímco u některých druhů ryb se setkáváme s výrazným pohlavním dimorfizmem,
u jiných jsou rozdíly méně zřetelné. Pohlavně dospělí samci (mlíčáci) mohou mít zejména
v období tření nápadnější zbarvení než samice (jikernačky). Mezi druhy ryb s výrazným
zbarvením patří například lipan podhorní (Thymallus thymallus), střevle potoční (Phoxinus
phoxinus) či oblíbená akvarijní rybka živorodka duhová (Poecilia reticulata), tzv. paví očko.
V některých případech lze pohlaví odhadnout i podle velikosti ryby – samci úhoře říčního
(Anguilla anguilla) jsou v porovnání se samicemi výrazně menší.
Rozlišení pohlaví je poměrně snadné u pohlavně dospělých lososovitých ryb. Mezi
sekundární pohlavní znaky patří u samců hákovitě zahnutá dolní čelist, která je u samců delší
a na rozdíl od samic přesahuje zadní okraj oka (Obr. 3). U starších jedinců je tento znak
mnohem výraznější. Samec lína obecného (Tinca tinca) má prodloužený a zesílený 2. paprsek
břišních ploutví. Ty jsou navíc delší než u samice a dosahují až k řitnímu otvoru (Obr. 4).
S podobným zesílením 1. paprsku břišních ploutví se setkáváme u kapra obecného (Cyprinus
carpio).
16
Díky velkému množství jiker mívají samice větší objem břicha než samci, mírným
tlakem na stěnu tělní navíc může dojít k vypuzení pohlavních produktů (jiker nebo mlíčí).
Močopohlavní bradavka bývá u samic vystouplá a má hvězdicovitý tvar, zatímco u samců je
štěrbinovitá. U kaprovitých ryb se v období rozmnožování objevuje u samců tzv. třecí vyrážka.
Jde o zrohovatělou pokožku na hlavě, skřelích a kraniální části hřbetu. U kapra je jemná
a nepříliš nápadná, výrazná je naopak u cejna velkého (Abramis brama) či ostroretky stěhovavé
(Chondrostoma nasus).
Determinace pohlaví bývá problematická u juvenilních jedinců s nedostatečně
rozvinutými sekundárními pohlavními znaky, a dále například také u štiky obecné (Esox
lucius). U těchto ryb může být jedinou možností určení pohlaví diagnostická pitva. Gonády
samců mají narůžovělé až bílé zbarvení, spermie jsou velice malé a pod mikroskopem obtížně
pozorovatelné. Vaječníky mají zrnitou strukturu, u nerozvinutých gonád se provádí kompresní
preparát a mikroskopické posouzení. Vajíčka identifikujeme jako mnohočetné kulovité útvary.
Obr. 3. Samec (vlevo) a samice (vpravo) pstruha duhového (Oncorhynchus mykiss).1
Obr. 4. Břišní ploutve samce (vlevo) a samice (vpravo) lína obecného (Tinca tinca).1
17
3. PATOLOGICKO-ANATOMICKÁ PITVA RYB
A. POSOUZENÍ ZDRAVOTNÍHO STAVU RYB
Před usmrcením a pitvou je vhodné provést posouzení zdravotního stavu ryb v jejich
přirozeném prostředí. To může být problematické především v kaprovém rybníkářství, kde
nevidíme daleko pod hladinu vody. S rybami zacházíme šetrně a po vylovení dbáme
především na to, abychom měli vlhké ruce a nenarušili tak ochrannou hlenovou vrstvu kůže.
U zdravých ryb posuzujeme dobře vyvinuté reflexy – únikový, obranný, ocasní a oční.
1. Únikový reflex
Zdravé ryby aktivně reagují na podněty (pohyb, hluk, světlo) a při vyrušení se snaží
uprchnout či nalézt úkryt. U nemocných ryb se setkáváme s oslabeným únikovým reflexem
a ztrátou plachosti.
2. Obranný reflex
Po vylovení se ryby intenzivními pohyby a opakovaným vyskakováním snaží o návrat
do vodního prostředí. Nemocné ryby jsou obvykle méně energické, v extrémních případech
tento reflex úplně ztrácí.
3. Ocasní reflex
Při posuzování ocasního reflexu uchopíme rybu za hlavu a přední část těla, zbytek těla
necháme volně viset bokem dolů. Zdravá ryba se v takové poloze pokouší nadzvednout ocasní
ploutev a vějířovitě ji rozvírá. U nemocných ryb zůstává ocas viset zplihle dolů. Tento míšní
reflex může přetrvávat i určitou dobu po usmrcení.
4. Oční reflex
Oční reflex může být stěžejní pro rozhodnutí, zda je ryba naživu. Během posouzení
držíme rybu hřbetem nahoru a nakláníme ji kolem její podélné osy doprava a doleva. Zdraví
jedinci se i na boku snaží udržet oko ve vodorovné poloze, je tedy částečně schované v oční
jamce.
18
B. ODBĚR KRVE
Krev odebíráme do heparinizovaných stříkaček nejčastěji z ocasních cév. Srážení krve
je u ryb velice rychlé a potřebné množství heparinu druhově specifické – malé množství
používáme například u tilápie nilské (Oreochromis niloticus) a lína obecného (Tinca tinca),
propláchnutí jehly a stříkačky heparinem postačí u lososovitých a kaprovitých ryb (přibližně
50 IU.ml-1), naopak velký objem je potřeba u ryb ostnoploutvých. Po omráčení ryby (viz dále)
a otření místa vpichu (kožní sliz obsahuje enzym trombokinázu) zavádíme jehlu mediálně 1 cm
za/nad řitní ploutví, kraniodorzálním směrem pod úhlem 45° (Obr. 5). Jakmile narazíme na
kostní podklad (páteř), aspirujeme a jemně pohybujeme jehlou, dokud nenarazíme na cévu. Při
odběru krve z ocasních cév není možné spolehlivě určit, zda se jedná o krev arteriální či
venózní.
Pokud potřebujeme odebrat krev venózní, provádíme odběr přímo ze srdce. Rybu
uchopíme do dlaně břichem vzhůru a hlavou k sobě. Jehlu (případně kapiláru) zavádíme
kaudodorzálním směrem, mediálně do prohlubně mezi skřelovými víčky (Obr. 6). Odběr
kardiální punkcí se využívá zejména u plůdku. Je popsán i odběr arteriální krve ze žaber přes
ústní dutinu, v praxi se však často neprovádí.
Krev využíváme především ke stanovení hematologických a biochemických parametrů
(viz kapitola 9). Mikroskopické vyšetření nativního krevního nátěru je vhodné při podezření na
infekci krevními bičíkovci.
Obr. 5. Odběr krve z ocasních cév.2
Obr. 6. Odběr krve ze srdce.2
19
C. USMRCENÍ RYB
Usmrcení ryb provádíme nejčastěji tupým úderem do hlavy a následným vykrvením.
Přitom si rybu jednou rukou přidržujeme a druhou vedeme úder na lebku těsně nad úroveň očí.
Poté přetneme žaberní oblouky, čímž rybu vykrvíme, případně nožem přerušíme i míchu.
Nejčastějším způsobem usmrcení ryb v chovech je použití elektrického proudu či oxidu
uhličitého. U pokusných ryb je povoleným způsobem usmrcení předávkování anestetikem,
usmrcení tupým úderem do hlavy nebo omráčení elektrickým proudem; usmrcení pomocí oxidu
uhličitého je u pokusných ryb zakázáno. V EU je registrováno pouze anestetikum MS 222
(účinná látka tricain methansulfonát), v České republice se smí používat na základě povolené
výjimky od SVS ČR. Dále se k anestezii využívá hřebíčkový olej, 2-phenoxyethanol či
benzokain. Při usmrcování je třeba dodržovat platnou legislativu, především zákon č. 246/1992
Sb., na ochranu zvířat proti týrání, ve znění pozdějších předpisů, a vyhlášku č. 418/2012 Sb.,
o ochraně zvířat při usmrcování, ve znění pozdějších předpisů. V rámci laboratorních
experimentů je vždy nutné mít platný Projekt pokusů.
D. PITVA
Po usmrcení ryby je třeba posoudit její výživný stav a provést vnější ohledání. Na
základě sekundárních pohlavních znaků můžeme určit pohlaví, případně odebrat vzorky
k určení věku. Všímáme si zranění, deformací, patologických lézí a přítomnosti parazitů na
povrchu těla, podrobně prohlížíme především ploutve.
Kůži následně vyšetříme mikroskopicky . Skalpelem seškrabeme (směrem od hlavy
k ocasu) menší množství hlenu a povrchové vrstvy kůže z obou stran těla i ploutví ryby. Po
nanesení na podložní sklíčko, zředění kapkou vody a rozetření přikryjeme krycím sklíčkem
a pozorujeme pod mikroskopem. Všímáme si především pohybu v nativním preparátu, který
nás může upozornit na přítomnost parazitů (Ichthyophthirius multifiliis, Chilodonella piscicola
aj.). Podobným postupem vyšetříme žábry – pro větší přehlednost můžeme odstřihnout
skřelové víčko, stěr provádíme obvykle ze dvou žaberních oblouků. Párové žaberní oblouky
jsou u ryb celkem čtyři, pátý je zakrnělý, nebo zde nacházíme požerákové zuby. Nejčastější
parazité, se kterými se setkáváme při vyšetření žaber, jsou Monogenea rodu Dactylogyrus
a Gyrodactylus, dále Ergasilus sieboldi aj. Mikroskopicky vyšetříme také oční čočku a sklivec.
Oko rozstřihneme nůžkami a pinzetou vytlačíme čočku, kterou i se sklivcem umístíme na
podložní sklíčko. Druhým podložním sklíčkem čočky obou očí opatrně a pozvolna roztlačíme
a vytvoříme tak kompresní preparát. Pod mikroskopem hledáme metacerkárie očních motolic
20
(Diplostomum spathaceum, Tylodelphys clavata). O parazitologickém vyšetření pojednává
podrobněji kapitola 7.
Během pitvy rybu položíme na pravý bok, hřbetem od sebe. Pomocí nůžek otevřeme
dutinu tělní několika střihy – od řitního otvoru po skřelové víčko, od řitního otvoru
dorzokraniálně k postranní čáře, kde se stočíme kraniálním směrem k žaberní dutině a dále oba
řezy spojíme podél žaberních oblouků, odstřiženou stěnu odstraníme (Obr. 7). První střih
vedeme mírně nad mediální linií těla, aby nevytékal případný výpotek. V případě odběru
vzorků k mikrobiologickému vyšetření otevíráme dutinu tělní sterilně, přibližně 1 cm před
řitním otvorem. Následně můžeme posoudit svalovinu a orgány in situ. Všímáme si především
jejich uložení, stavby, velikosti, zbarvení a patologických změn (krváceniny, srůsty, nálepy,
cysty apod.). Poté orgány vyjmeme z dutiny tělní, vypreparujeme a vyšetříme. V rámci
parazitologického vyšetření rozstřihneme střevo v celé jeho délce a posoudíme střevní obsah
a sliznici. Nalézt zde můžeme především tasemnice, vrtejše, hlístice aj.
V horní části dutiny tělní nacházíme plynový měchýř, který je u kaprovitých ryb
dvoudílný a v místě jeho rozdělení vystupuje ledvinný val. U ryb lososovitých má plynový
měchýř pouze jeden oddíl. Mezi plynovým měchýřem a páteří je umístěna protáhlá
hnědočerveně zbarvená ledvina, která je funkčně rozdělena na dvě části. Ryby nemají kostní
dřeň a hlavní hematopoetickou tkání je přední (hlavová) část ledviny. Zadní (ocasní) část
ledviny plní funkci vylučovací. Po stranách plynového měchýře nacházíme párové gonády,
které u pohlavně dospělých ryb v období tření vyplňují většinu dutiny tělní. U juvenilních ryb
mohou být gonády malé a určení pohlaví je problematické (viz kapitola 2). Ve ventrální části
těla je umístěn trávicí systém, objemný především u býložravých ryb, které mají velice dlouhé
střevo. U dravých ryb (s výjimkou bolena dravého) je střevo kratší, nacházíme zde však také
žaludek a u některých druhů tzv. pylorické přívěsky. Jde o slepé výchlipky proximální části
střeva, které zvětšují jeho plochu a mají pomocnou trávicí funkci. Jejich počet je druhově
specifický (okoun 3, candát 7, lososovité ryby desítky až stovky). Játra (hepar) červenohnědé
barvy mohou být samostatná (lososovité ryby) a slinivka břišní (pankreas) rozptýlená v okolí,
u kaprovitých ryb však nacházíme tzv. hepatopankreas vrostlý mezi kličky střev. U většiny
ryb se setkáváme i se žlučníkem. V okolí střev či žaludku je umístěna tmavě červená, poměrně
malá slezina. Srdce se nachází v oddělené dutině osrdečníku ventrálně od žaberních oblouků.
Je složeno z jedné silnostěnné komory, tenkostěnné předsíně a bělavého tepenného násadce
(bulbus arteriosus).
21
Obr. 7. Patologicko-anatomická pitva – otevřená dutina tělní u kapra obecného (Cyprinus
carpio).3
22
4. DIAGNOSTIKA CHOROB RYB – OBECNÉ SCHÉMA
Diagnostika nemocí a chorobných stavů ryb je komplexním procesem, který v ideální
situaci probíhá od zjišťování obecných faktorů až k určení specifické příčiny nebo původce
daného zdravotního problému. Bez ohledu na povahu odpovědného infekčního nebo
neinfekčního agens ji můžeme rozdělit na pět základních částí:
1. Celkové posouzení situace na základě anamnestických údajů
2. Místní šetření
3. Zaslání odebraných vzorků k laboratornímu vyšetření
4. Laboratorní vyšetření
5. Stanovení diagnózy
4.1. Celkové posouzení situace na základě anamnestických údajů
Nejcennějším zdrojem informací o situaci v chovu jsou chovatelé, ošetřovatelé nebo
v případě volných vod také správce daného revíru. Orgány veterinární správy poskytují
informace o výskytu infekčních onemocnění, zejména potvrzených ohniscích tzv.
nebezpečných nákaz. Také disponují seznamem registrovaných a evidovaných podniků
akvakultury. Orgány vodohospodářské inspekce sbírají informace o potenciálních zdrojích
znečištění vod v dané lokalitě zejména z hlediska průmyslových zařízení a čističek odpadních
vod. V případě podezření na otravu ryb biocidy je vhodné kontaktovat Oddělení
rostlinolékařské inspekce na Ústředním kontrolním a zkušebním ústavu zemědělském.
Případy úmyslných otrav ryb je také nutno konzultovat s Policií ČR. Mezi nejdůležitější
anamnestické údaje patří:
4.1.1. Charakteristika zařízení a způsob chovu
V prostředí České republiky se setkáváme se dvěma hlavními typy zařízení
akvakultury, které s sebou nesou specifické zdravotní a zootechnické výzvy. V semi-
intenzivních chovech, které představuje kaprové rybníkářství, snáze dochází k zachování
vývojových cyklů parazitů ryb, zatímco intenzivní chov lososovitých ryb v průtočných nebo
recirkulačních zařízeních je výrazně náchylnější na problémy způsobené vysokou hustotou rybí
obsádky nebo sníženou kvalitou krmiva. Rozloha samotného objektu nebo vodní plochy do
značné míry předurčuje citlivost daného objektu k náhlým výkyvům počasí (teplota, úhrn
23
srážek) a také náchylnost ke změnám kvality vody v důsledku biologických procesů. Důležitým
faktorem pro diagnostiku onemocnění je kvalita vody. Ta je kromě podmínek v samotném
sledovaném zařízení také závislá na jejím zdroji , kdy ideální situaci představuje vrt nebo
studna. V případě, že je zdrojem vody povrchový tok s přítomnou rybí obsádkou, je do šetření
nutno zahrnout také nákazovou situaci vnímavých druhů ryb na těchto místech. Ošetřovatel
zvířat obvykle průběžně měří údaje o kvalitě vody, ze kterých nejdůležitějším (a také
nejsnadněji měřitelným) je její teplota. Dalšími běžně dostupnými údaji bývají hodnota pH
a koncentrace kyslíku.
Při zjišťování druhů a kategorií ryb v chovu je nutné brát na zřetel kromě postižených
jedinců (druhů) také přítomnost zdravých kusů, které mohly být vystaveny stejné chemické
nebo biologické zátěži. Obecně řečeno dochází u toxikóz k postižení širokého spektra druhů,
zatímco infekční agens bývají často druhově specifické, nebo postihují zejména určité věkové
kategorie (nejčastěji ty nejmladší).
Ze zootechnických faktorů a zásahů v chovu je důležité zjistit informace o hustotě
obsádky v nádrži nebo rybníku, která může ovlivňovat vnitřní (stres) nebo také vnější
(biologické znečištění) faktory zdraví ryb. Také je nutno zmínit krmení, zejména kvalitu
předkládaného krmiva např. z hlediska rizika jeho zaplísnění nebo žluknutí tuků a poměru
obsahu dusíkatých látek a tuků. Některé chovné technologie nebo nedávná manipulace
s rybami může mít za důsledek zvýšené riziko výskytu povrchových poranění, která posléze
vedou k sekundárním bakteriálním infekcím nebo zaplísnění.
4.1.2. Epizootologické údaje
Informace o aktuálním výskytu ohnisek nebezpečných nákaz ryb v republice je možné
získat u orgánů veterinární správy, která tyto údaje za ČR zadává také do evropského systému
ADNS (Animal Disease Notification System). V případě, že v daném chovu bylo prokázané
ohnisko NN v nedávné minulosti, je vhodné ověřit způsob, kterým byla nákaza v daném
ohnisku zdolána, případně se ujistit, že její zdolání bylo potvrzeno diagnostickými metodami
pro vyloučení přítomnosti původců nemoci.
Z epizootologického hlediska jsou nejdůležitějším faktorem šíření infekčních nemocí
přesuny živých ryb, plůdku nebo jiker, ke kterým může docházet také na mezinárodní úrovni.
Je proto potřeba vzít v úvahu každý přesun ryb z nebo do hospodářství, které vyšetřujeme.
Vyloučeno však nemůže být ani šíření infekčních agens vodou, zejména pokud se jedná
o hospodářství, která jsou součástí rybniční soustavy.
24
4.1.3. Údaje o zdravotním stavu ryb
Od chovatele získáme údaje o klinických projevech choroby, které již v době
přítomnosti veterinárního lékaře v chovu nemusí být přítomny v plném rozsahu, nebo dokonce
vůbec. Je potřeba zjistit vývoj příznaků v čase, zejména z hlediska obsádky jako celku, včetně
případného nárůstu mortality u postižené skupiny ryb. Především z hlediska infekčních
onemocnění jsou důležité informace o postižených druzích ryb a také jejich věkové kategorii.
Z externích faktorů, jako jsou podmínky prostředí nebo výživa, mají význam zejména
informace o jejich náhlých změnách, které mohou mít souvislost s propuknutím onemocnění
v důsledku zvýšení stresu a následného snížení imunity u ryb. To může být také následkem
různých vodohospodářských a zootechnických zásahů, které navíc mohou být odpovědné za
mechanické povrchové poranění ryb.
Důležitým údajem o zdravotním stavu ryb je informace o předešlých nebo probíhajících
veterinárních zákrocích a opatřeních v daném chovu. Jelikož některé látky používané
v akvakultuře za terapeutickými účely nejsou vázány na předpis veterinárního lékaře, je vždy
potřeba zjistit aktuální situaci. Kromě typu nasazené terapie je užitečná také informace o jejím
dosavadním efektu na probíhající chorobu a také o případných předešlých neúspěšných
terapeutických zákrocích.
4.2. Místní šetření
Prvním krokem místního šetření je vždy vlastní posouzení a revize anamnézy. Ve
smyslu rčení „důvěřuj, ale prověřuj“ je vhodné ověřit správnost dostupných informací a vzít
v úvahu případné rozpory. Všechny zjištěné informace je nutné průběžně zaznamenávat do
protokolu o vyšetření.
Z vlastních měření je potřeba ověřit teplotu vody a také ukazatele její kvality.
I v případě plánovaného zasílání vzorků vody na toxikologickou analýzu je nutné změřit
hodnotu nasycení vody kyslíkem přímo v místě odběru. Zbylé základní faktory, jako je
koncentrace celkového amoniaku nebo hodnota pH, je možné stanovit později v laboratoři.
Klinické vyšetření ryb probíhá rovněž v místě odchovu, kde je možné sledovat reflexy
ryb v jejich přirozeném prostředí. Pozornost je také nutné věnovat chování ryb, které může být
narušeno projevy nemoci. Z typických příznaků je časté nouzové dýchání atmosférického
kyslíku, tzv. troubení u kaprovitých ryb, u ostatních čeledí se pak setkáváme s obrazem
doširoka roztažených skřelí a jejich rychlejšímu pohybu ve snaze zvýšit přívod vody k žábrám.
K těmto příznakům dochází z důvodu snížené koncentrace kyslíku ve vodě, jeho horší
25
dostupnosti z důvodů metabolických, nebo vysoké biologické zátěže, nebo také při
patologických procesech v samotné tkáni žaber postižených ryb. Tyto příznaky jsou často
doplňovány shromažďováním ryb u přítoku vody, která je bohatší na kyslík. Opačným,
tentokrát nespecifickým příkladem je shromažďování ryb u odtoku vody, kde se nejčastěji jedná
o mrtvé či silně nemocné jedince pasivně unášené proudem vody. Poruchy plavání mohou
obecně být příznakem postižení nervového systému (plavání ve spirále), nebo mohou také
souviset s poruchou činnosti plynového měchýře (nedobrovolné zdržování se u hladiny nebo
naopak u dna nádrže). Mezi abnormální chování je také řazeno otírání se o stěny nádrže nebo
o substrát dna, které je častým příznakem přítomnosti ektoparazitů na kůži postižených ryb.
Patoanatomické ohledání ryb může díky své materiální a prostorové nenáročnosti za
určitých okolností proběhnout přímo v prostorách chovu ryb a je mu věnována kapitola 3.
V případě, že se v nádrži nacházejí mrtvé kusy, je u místního šetření vhodné zhodnotit
rozsah hynutí rybí obsádky. Jeho hodnotu můžeme vyjádřit v kusech (nebo úhrnné váze)
uhynulých ryb, nebo také jako procentuální hodnotu z celkové obsádky dané nádrže nebo
rybníka.
V případě, že jsou morbiditou či mortalitou postiženy také jiné, zejména vodní
organizmy, je tuto skutečnost nutné zaznamenat spolu s popisem stavu těchto organizmů.
Postižení různých druhů živočichů zpravidla naznačuje toxickou příčinu onemocnění ryb.
Nedílnou součástí místního šetření je odběr vzorků pro následné laboratorní vyšetření.
Vzorky by měly být reprezentativní, jelikož na jejich kvalitě závisí výpovědní hodnota všech
následných vyšetření. Odebíraný materiál a jeho množství se může lišit v závislosti na
požadovaném vyšetření, obecně jsou však nejvhodnější živé ryby s klinickými příznaky
onemocnění v počtu od 3 do 10 kusů. V případě, že jsou postiženy různé druhy nebo kategorie
ryb, je vhodné, aby byly všechny zastoupeny ve vzorcích určených k dalším analýzám.
U některých vyšetření je možné použít materiál z ryb čerstvě uhynulých, o vhodnosti tohoto
postupu je však nutné se přesvědčit u zástupců cílové laboratoře. Zejména v případě podezření
na toxikózy je vhodné kromě ryb odebrat také další materiál, například vodu, sediment, nárosty,
krmivo nebo biologický materiál z ostatních vodních organizmů.
4.3. Zaslání odebraných vzorků k laboratornímu vyšetření
Způsob konzervace vzorků pro přepravu může značně ovlivnit kvalitu, v jaké se
dostanou do laboratoře. V případě, že je indikována nutnost doručení živých ryb do laboratoře
(pro některé parazitologické, virologické nebo bakteriologické analýzy), je nutno brát v potaz
26
rozdílnou druhovou citlivost ke snížené koncentraci kyslíku ve vodě. Obecně je tedy ideální
ryby převážet v okysličovaných přepravních kádích, nebo alespoň v plastových pytlích, ve
kterých je hladina vody doplněna atmosférou čistého kyslíku. Tímto systémem je za
předpokladu, že nedojde k neúměrnému zvýšení teploty vody, možné po dobu až desítek hodin
udržet v živém stavu i citlivé druhy ryb (např. lososovité, dravé ryby).
Při zasílání uhynulých kusů ryb je nevyhnutelné vzorky chladit a doručit během téhož
dne, jelikož materiál u ryb podléhá procesům rozkladu rychleji, než je tomu u savčích tkání.
Zamražení celých kadáverů nebo orgánů těsně po odběru představuje možnost
dlouhodobějšího uskladnění vyšetřovaného materiálu, je však nutno ověřit, zda tento způsob
uchovávání není kontraindikován pro požadované vyšetření. Je-li vyžadováno histologické
vyšetření konkrétní tkáně, postupujeme u odběru vzorků stejně jako v případě odběru savčích
tkání, tj. odebíráme vzorek o maximální velikosti kostky s hranou 1 cm, původem z rozhraní
zdravé a změněné tkáně, který fixujeme v 10% roztoku formalínu .
V případě, že vzorky budou podrobeny pouze vyšetření metodami molekulární biologie
(zejména PCR), je možné kousky tkáně o velikosti menší než kostka s hranou 0,5 cm fixovat
v roztoku RNAlater nebo jeho ekvivalentu. Tkáně ošetřené tímto způsobem je možné
skladovat a přepravovat při teplotě kolem 4 °C po dobu až jednoho měsíce.
Vzorky jiného než živočišného původu odebíráme do PET lahví (voda, bahno,
sediment), skleněných lahví (při podezření na přítomnost ropných produktů), mikrotenových
sáčků (vlhká krmiva) nebo papírových sáčků (suchá krmiva).
Bez ohledu na materiál a způsob zasílání je vzorky nutné zabezpečit proti poškození
a v neposlední řadě zřetelně a nesmazatelně označit nebo popsat. Každou zásilku musí také
doprovázet žádanka o laboratorní vyšetření, na které jsou uvedeny informace o vzorcích,
lokalitě původu, kontaktní údaje a seznam požadovaných vyšetření.
Způsob doručení vzorků je dán citlivou povahou přepravovaného materiálu, proto je
nejvhodnější okamžité doručení vzorku prostřednictvím posla. V případě některých druhů
vzorků (histologie, RNAlater) přichází v úvahu také využití pošty.
4.4. Laboratorní vyšetření
Obecná část laboratorního vyšetření, které se skládá z klinického vyšetření, odběru
krve, eutanázie a pitvy, je podrobněji popsána v kapitole 3 věnované patoanatomickému
ohledání ryb. Metody laboratorního vyšetření ryb a ostatních komodit, které jsou specifické pro
jednotlivé kategorie vyšetřovaných patogenů a neinfekčních agens jsou zpracovány
27
v kapitolách zaměřených na diagnostiku virových, bakteriálních, parazitárních a neinfekčních
onemocnění (viz kapitola 5–9).
4.5. Stanovení diagnózy
Diagnóza může být definitivně stanovena až po posouzení výsledků všech vykonaných
šetření, laboratorních vyšetření a také po zvážení anamnestické situace – do jejího stanovení
vyslovujeme pouze diagnózu suspektní (podezření). Zejména u parazitologických nálezů je
třeba zohlednit také prevalenci a intenzitu napadení u jednotlivých kusů ryb, samotný průkaz
parazita nemusí ještě znamenat definitivní diagnózu a příčinu klinických příznaků.
28
5. DIAGNOSTIKA VIROVÝCH ONEMOCN ĚNÍ RYB
Virová onemocnění jsou jedním z významných faktorů ovlivňujících zdraví
hospodářských i volně žijících ryb kontinentální Evropy. Kromě ekonomických ztrát
způsobených klinickými projevy a úhyny v důsledku působení samotných patogenů je také
nutno brát zřetel na legislativní a ekonomickou zátěž spojenou se zařazením tří „tuzemských“
viróz na seznam tzv. nebezpečných nákaz, tj. neexotických nákaz dle přílohy IV časti II
Směrnice Rady 2006/88/ES. V rámci diagnostiky je proto z pozice veterinárního lékaře (ale
také chovatele, ošetřovatele, správce revíru apod.) nutné znát typické příznaky těchto
onemocnění a již podezření na jejich přítomnost hlásit orgánům veterinární správy.
5.1. Celkové posouzení situace na základě anamnestických údajů
5.1.1. Epizootologické údaje
Při podezření na přítomnost patogenů virového původu v chovu je nutné znát aktuální
nákazovou situaci v dané oblasti nebo povodí, kterou v případě nebezpečných nákaz evidují
a vyhlašují orgány veterinární správy. Nejčastějším zdrojem virového onemocnění v chovu
bývají přesuny ryb, plůdku a jiker, je proto nutné zjistit informace o těchto pohybech
a případně i o dezinfekčních nebo karanténních opatřeních, které chovatel při přesunech
vykonával. V případě komplikovanějších soustav zejména rybničního typu není vyloučeno ani
šíření virů horizontálně vodou, je proto vhodné znát situaci v bezprostředním okolí postiženého
zařízení akvakultury. Rovněž není vyloučen přenos virových agens personálem, technikou
(automobily) nebo vybavením (sítě, kádě), zejména pokud se jedná o více lokalit ošetřovaných
jedním majitelem.
5.1.2. Údaje o zdravotním stavu ryb
Kromě obecných informací o morbiditě, průběhu nemoci a mortalitě ryb je podstatný
výskyt typických příznaků, které mohou naznačovat přítomnost nebezpečné nákazy. Jedná se
zejména o nekrózy a poruchy vylučování hlenu u kapra (onemocnění herpesviróza koi)
a hemoragické diatézy spojené s tmavnutím těla a exoftalmem u lososovitých ryb (virová
hemoragická septikémie, infekční hematopoetická nekróza).
Druhové složení postižených ryb má z hlediska diagnostiky virových onemocnění
význam zejména u některých vysoce specifických nákaz (herpesviróza koi postihuje pouze
kapra obecného a jeho barevnou variantu koi), zatímco jiná onemocnění mohou být více
29
generalizovaná (virová hemoragická septikémie postihuje více než 80 druhů mořských
a sladkovodních ryb, v našich podmínkách však zejména chovy pstruha duhového).
Nejmladší věkové kategorie jsou obecně nejvíce vnímavé k nákazám virového původu
(např. infekční nekróza pankreatu u plůdku lososovitých ryb), existují však i nemoci s dlouhým
pozvolným vývojem, kdy jsou klinické a patoanatomické změny nejvíce patrné na starších
jedincích (papilomatóza úhořů, onemocnění pankreatu u lososů).
5.2. Místní šetření
Teplota vody je významným faktorem ovlivňujícím klinické projevy virových
onemocnění. Příkladem může být herpesviróza koi, která se u kapra klinicky neprojevuje při
teplotě nižší než 15 °C. Opakem jsou virová hemoragická septikémie a infekční hematopoetická
nekróza, které velmi zřídka způsobují onemocnění při teplotě vody nad 14 °C.
Z hlediska teploty vody, ale i jiných faktorů, jako je stav imunitního systému ryb, stres a kvalita
vody a potravy, je pro kapra obecného náročné jarní období. Právě v tomto čase je často možné
pozorovat klinické příznaky a úhyny způsobené virovými původci, zejména původcem jarní
virémie kaprů a edémové nemoci kaprů.
Klinické p říznaky viróz ryb jsou většinou nespecifické (anorexie, apatie, poruchy
plavání, spirálovitý pohyb, shromažďování u přítoku nebo odtoku, nouzové dýchání), a jako
takové nepostačují k vyslovení diagnózy. I výše zmíněné příznaky typické pro nebezpečné
nákazy slouží pouze k vyslovení podezření na přítomnost virového onemocnění (suspektní
diagnózy) a musí být doplněny laboratorním vyšetřením.
Patoanatomické příznaky jsou u viróz specifické pouze v některých vybraných
případech, zejména u virů druhově specifických a vyvolávajících typické změny na povrchu
těla hostitele. K nim patří například virus papilomatózy úhořů, který vyvolává růst
květákovitých papilomů v oblasti hlavy starších jedinců úhoře říčního, nebo také cyprinid
herpesvirus 1, který způsobuje puchýřnatost u kapra obecného s příznaky šedobílých
prominujících okrsků na kůži. U ostatních virů je patoanatomický nález poměrně nespecifický,
časté bývají nekrózy žaber (Obr. 8), hemoragické diatézy (Obr. 9), poškození a přítomnost
nekrotických změn v krvetvorných tkáních, v játrech, pankreatu a v ostatních tkáních.
5.3. Výběr a odběr vzorků k laboratornímu vyšetření
Pro účely virologické diagnostiky jsou nejvhodnějším materiálem živé ryby vykazující
příznaky onemocnění. Podle intenzity příznaků je u takových vzorků možná diagnostika už
30
z poměrně malého množství ryb, vždy by se však mělo jednat alespoň o 5 – 10 kusů. V případě,
že se jedná o vyšetření za účelem vyloučení přítomnosti nebezpečné nákazy v chovu, je nutné
dodat minimálně 30 kusů ryb vnímavých na danou nákazu z každé vyšetřované lokality nebo
epizootologické jednotky. V tomto případě legislativa také umožňuje neletální způsob
vzorkování, konkrétně odběr ovariální tekutiny nebo jiker od 30 kusů generačních ryb v době
výtěru za účelem vyšetření na virovou hemoragickou septikémii a infekční hematopoetickou
nekrózu.
Všechny následující způsoby odběru a přepravy vzorků jsou za účelem virologické
diagnostiky méně vhodné a jejich použití je nutné konzultovat přímo s virologickou laboratoří,
která se vyšetřením bude zaobírat.
Vyšetřování čerstvě uhynulých nebo na místě usmrcených ryb je možné, pokud dojde
k okamžitému (v rámci hodin) převozu vzorků a ty jsou po celou dobu skladovány na ledu.
Mražení vzorků může být vhodné pro některé metody vyšetření, teplota -20 °C je vhodná pouze
pro krátkodobé skladování (týdny), pro dlouhodobé skladování je zapotřebí teplota alespoň -70
°C. Uchovávání vzorků v roztoku RNAlater je vysoce účinné, ale vhodné pouze pro účely
molekulární diagnostiky virů pomocí PCR. Takto upravené vzorky není možné vyšetřit
kultivací na buněčných liniích. Fixace tkání ve formaldehydu není vhodná pro účely obecného
virologického vyšetření, pokud není žádoucí histologické vyšetření konkrétní léze.
5.4. Laboratorní vyšetření
Zpracování ryb k dalšímu vyšetření v laboratoři a výběr konkrétních orgánů se liší
zejména podle velikosti ryb, suspektní diagnózy a lokalizace patoanatomických změn.
U plůdku a ryb do velikosti 4 cm zpracováváme celé tělo kromě ocasní ploutve, u ryb o velikosti
4–6 cm vypreparujeme vnitřnosti včetně ledviny a také mozku a u ryb větších 6 cm používáme
k vyšetření části konkrétních orgánů. V drtivé většině případů se jedná o slezinu, hlavovou
ledvinu a srdce, v případě určitých indikací také žábry (herpesviróza koi, edémová nemoc
kaprů), tkáň mozku (např. virová hemoragická septikémie) nebo kožní léze (lymfocystóza,
puchýřnatost aj.).
Dvě nejdůležitější v současnosti používané metody pro diagnostiku virových
onemocnění jsou izolace viru na buněčných liniích s jeho následnou identifikací
a polymerázová řetězová reakce (PCR). Zbylé zmíněné metody mají převážně doplňkovou
funkci, případně mohou sloužit k bližší charakterizaci daného patogenu.
31
5.4.1. Izolace viru na buněčných liniích
Jedná se o tzv. zlatý standard mezi diagnostickými metodami, vůči kterému jsou
srovnávané všechny nové nebo zaváděné protokoly diagnostiky. V prostředí virologie ryb je
dostupných několik desítek trvalých buněčných linií, které je možné množit v laboratorních
podmínkách a které vykazují různou citlivost vůči konkrétním virům. Tato citlivost je z části
daná živočišným druhem, ze kterého daná buněčná linie pochází (RTG-2 = Rainbow Trout
Gonad, gonády pstruha duhového; CCB = Common Carp Brain, mozek kapra obecného),
z části typem původní tkáně buněčné linie (BF-2 = Bluegill Fibroblast; EPC = Epithelioma
Papulosum Cyprini) a z části teplotou, při které je daná linie s konkrétním virem inkubována
(infekční hematopoetická nekróza 15 °C; herpesviróza koi 22 °C).
Vyšetřovaný materiál je po homogenizaci, naředění a centrifugaci doplněn antibiotiky
a při dané teplotě 7 dní inkubován na monolayerech nejméně dvou různých samostatných
buněčných linií. Posléze je pod světelným mikroskopem vyhodnocen stav buněčného
monolayeru, zejména přítomnost cytopatického efektu. Není-li přítomen, musí být před
přehlášením vzorku za negativní přistoupeno k další sedmidenní tzv. subkultivaci na novém
zdravém buněčném monolayeru.
Výhodou izolace viru na buněčných liniích je vysoká citlivost a spolehlivost této
metody, možnost kvantifikace viru ve vzorcích prostřednictvím stanovení titru viru a také
možnost získání většího množství viru pro výzkumné nebo diagnostické účely. Nespecificita
této metody může být její výhodou, v některých případech může být pomnožen doposud
neznámý patogenní virus, který by unikl pozornosti při nasazení pouze specifických
molekulárních metod. Nespecificita je však také hlavním záporem kultivace na buněčné linii,
protože u ní vzniká nezbytnost identifikace pomnoženého viru prostřednictvím dalších metod
(PCR, ELISA). Také existence některých nekultivovatelných, nebo obtížně kultivovatelných
patogenních virů (virus edémové nemoci kaprů, infekční anémie lososů aj.) komplikuje
univerzálnost této metody.
5.4.2. Polymerázová řetězová reakce – PCR
Tato molekulární metoda zaměřená na průkaz přítomnosti nukleové kyseliny viru ve
vzorcích v současné době dominuje oboru diagnostiky virových onemocnění, a různé PCR
protokoly existují pro diagnostiku každého významnějšího onemocnění virového původu u ryb.
Citlivostí se blíží hodnotám kultivace na buněčných liniích, zejména v úpravě dvoukolové
(nested) nebo real-time PCR, a real-time PCR také umožňuje kvantifikaci množství kopií
virového genomu ve vyšetřovaném materiálu. Mezi nevýhody těchto metod patří vyšší
32
náročnost na technické vybavení a také zvýšené riziko kontaminace vzorků a falešně
pozitivních výsledků v důsledku technické náročnosti a vysoké citlivosti.
5.4.3. Sekvenování
Sekvenační analýza produktů konvenční PCR patří v současnosti mezi cenné nástroje
diagnostiky a výzkumu v oblasti virologie ryb. Dvě nebezpečné nákazy dokonce tuto analýzu
vyžadují pro potvrzení nebo vyvrácení ohniska NN. U viru infekční anémie lososů se jedná
o odlišení avirulentní formy viru HPR0 (běžně rozšířené a nepovinné hlášením), od virulentní
deletované formy HPRΔ, která už patří mezi nebezpečné nákazy. Rovněž u viru epizootické
nekrózy krvetvorné tkáně, který dokonce patří na seznam exotických nákaz, je nutné jeho
sekvenační odlišení od méně závažných virů kmene Ranavirus.
5.4.4. ELISA, IFAT, Neutralizační test
Tyto metody jsou vhodné zejména pro identifikaci virů pomnožených na buněčných
liniích. Kvůli snadné inhibici však nejsou vhodné k samostatné diagnostice přímo ze vzorků
tkáně.
5.4.5. Histologie
Histologický nález je u většiny virových onemocnění nespecifický, histologie může být
použita například při diagnostice infekční nekrózy pankreatu nebo pankreatické choroby lososů
(nálezem je v obou případech nekróza exokrinní tkáně pankreatu). Histologicky specifický
obraz však poskytují minimálně tři onemocnění kůže – lymfocystóza (okrasné ryby, kapr;
hypertrofie buněk pojivové tkáně kůže), puchýřnatost (kaprovité ryby, štika; hyperplazie
epidermálních buněk) a papilomatóza úhořů (fibroepiteliální tumor).
5.4.6. Elektronová mikroskopie
Transmisivní EM obvykle úspěšně zachytí přítomnost částic viru pouze při jeho velmi
silném pomnožení. Může proto sloužit jako pomocný nástroj diagnostiky nových virových
onemocnění, které je možné kultivovat, ale ne identifikovat dostupnými molekulárními
metodami. Zároveň se však jedná o metodu nespecifickou, která na základě morfologie zařadí
viry maximálně v řádu čeledí.
33
5.4.7. Sérologické metody
Sérologické metody jsou pro účely diagnostiky virových nákaz u ryb obecně náročně
uplatnitelné, z důvodu biologických zvláštností ryb závislých na podmínkách prostředí,
zejména na teplotě vody a také díky nedostatečným znalostem o fungování imunitního systému
ryb a jeho odpovědi na infekci obecně. Použití detekce protilátek ryb vůči specifickým virovým
agens proto zůstává ve výzkumné rovině.
5.5. Stanovení diagnózy
V případě nebezpečných nákaz stačí pro vyslovení definitivní diagnózy prokázat
přítomnost viru (jeho antigenu, nukleové kyseliny) ve vyšetřovaném materiálu.
U nákaz, které nejsou uvedeny na seznamu, je nutné vzít v úvahu klinické příznaky a titr
viru ve vyšetřovaných vzorcích, zejména z důvodu existence subklinických, latentních nebo
asymptomatických průběhů onemocnění, kdy pouhá přítomnost virového agens nemusí
znamenat přítomnost onemocnění. Virologické vyšetření by proto mělo být součástí
komplexního vyšetření zdravotního stavu ryb v daném chovu. Seznam nejčastěji vyšetřovaných
virových onemocnění v České republice je uveden v Tabulce 1.
34
Tab. 1. Virová onemocnění ryb a metody jejich diagnostiky.
Virus Onemocnění Vnímavost NN Kultivace Diagnostika
VHSV virová
hemoragická septikémie
lososovití, štika,
mořské ano ano PCR ELISA
IHNV infekční
hematopoetická nekróza
lososovití ano ano PCR ELISA
CyHV-
3
herpesviróza koi
kapr, koi ano obtížně PCR
ISAV infekční
anémie lososů losos
ano (HPRΔ)
obtížně PCR +
sekvenace
EHNV enzootická
hemoragická nekróza
okoun, pstruh
ano, exotická!
ano PCR +
sekvenace
IPNV infekční nekróza
pankreatu pstruh ne ano PCR ELISA
CEV kapří edémová
nemoc kapr, koi ne ne PCR sekvenace
SVCV jarní virémie
kaprů kapr, štika ne ano PCR ELISA
PFRV rhabdoviróza štičího plůdku
štika ne ano PCR sekvenace
CCV herpesviróza
sumečků skvrnitých
sumeček skvrnitý
ne ano PCR
LCDV lymfocystóza všechny ne ne PCR histologie CyHV-
1 puchýřnatost kapr, štika ne obtížně PCR histologie
EVE EV-2
papilomatóza úhořů
úhoř ne ano PCR histologie
35
Obr. 8. Koi herpesviróza. Nekróza žaber u kapra obecného (Cyprinus carpio).4
Obr. 9. Virová hemoragická septikémie. Obraz hemoragické diatézy u pstruha duhového
(Oncorhynchus mykiss).5
36
6. DIAGNOSTIKA BAKTERIÁLNÍCH ONEMOCN ĚNÍ RYB
6.1. Celkové posouzení situace na základě anamnestických údajů
V rámci anamnézy zjišťujeme charakteristiku chovného zařízení (typ a rozlohu, zdroj
vody, chované druhy a věkové kategorie ryb). Dále ověřujeme aktuální teplotu vody, druh
a věkovou kategorii postižených ryb a hustotu obsádky, projevy onemocnění a mortalitu.
Důležitou součástí anamnézy jsou i informace o dosud prováděných terapeutických opatřeních.
6.2. Místní šetření
Klinický a patologicko-anatomický obraz bývá u bakteriálních onemocnění velmi
pestrý (Obr. 15–18). Při vnějším ohledání se můžeme setkat například se změnou tvaru těla
(rozšíření tělní dutiny v důsledku ascitu), s kožními lézemi (erytém, krváceniny, vředy,
furunkly), se zježením šupin, s poškozením ploutví a s edémem, mramorováním nebo
nekrózami žaber. Po otevření tělní dutiny můžeme vidět například zvětšení sleziny, krváceniny
na serózách a ve vnitřních orgánech nebo nekrózy a uzlíky v parenchymatózních orgánech.
Některé bakteriální nákazy (např. furunkulóza, vibrióza nebo yersinióza) mohou probíhat
perakutně nebo akutně, zvláště u mladších věkových kategorií ryb. Při perakutním průběhu
ryby hynou bez zjevných klinických a patoanatomických příznaků, při akutním průběhu
pozorujeme příznaky bakteriální sepse (krváceniny v kůži, v orgánech a na serózách).
6.3. Výběr a odběr vzorků k laboratornímu vyšetření
Podobně jako u většiny ostatních chorob ryb jsou příznaky bakteriálních onemocnění
jen málokdy patognomické a na jejich základě je možné stanovit pouze předběžnou diagnózu.
Definitivní diagnózu stanovíme na základě výsledků laboratorních vyšetření. Obvyklým
postupem u většiny bakteriálních chorob je kultivační vyšetření, následované identifikací
původce pomocí biochemických testů, pomocí MALDI-TOF MS anebo pomocí
molekulárních metod (viz dále). Specifika diagnostiky některých bakteriálních chorob jsou
uvedena na konci kapitoly.
Faktory, ovlivňující úspěšnost kultivačního vyšetření:
• Druh a kvalita vyšetřovaného materiálu
• Reprezentativnost vzorku
37
• Čas odběru vzorků
• Místo a technika odběru vzorků
• Kultivační médium a podmínky inkubace
6.3.1. Materiál
Nejvhodnějším materiálem jsou živé ryby s jasně vyjádřenými příznaky onemocnění.
V ideálním případě přiveze chovatel k vyšetření živé ryby pod kyslíkovou atmosférou. Pokud
není chovatel schopen dopravit do laboratoře živé ryby, provedeme vyšetření čerstvě
usmrcených ryb přímo v terénu, anebo chovatel dopraví do laboratoře čerstvě usmrcené ryby
ve zchlazeném stavu. Uhynulé ryby jsou pro kultivační vyšetření většinou nevhodné, protože
jejich tkáně jsou po úhynu rychle kolonizovány oportunními mikroorganizmy, které mohou
zkreslit výsledky vyšetření. Je však možné použít ryby čerstvě uhynulé, například ty, u kterých
došlo k úhynu během převozu do laboratoře. Doporučuje se individuálně vyšetřit minimálně
5 ryb.
6.3.2. Načasování odběru vzorků
Vzorky pro vyšetření odebíráme po domluvě s chovatelem vždy před zahájením
terapie. Mnoho léčebných přípravků, používaných k tlumení bakteriálních chorob ryb je volně
dostupných a chovatelé je často aplikují bez konzultace s veterinárním lékařem. Proto
je potřeba komunikovat s chovatelem a načasovat vyšetření tak, aby proběhlo ještě před
plánovanou aplikací léčiv.
6.3.3. Místo odběru, technika odběru
Vzorky pro kultivační vyšetření odebíráme z kožních lézí, ze žaber a z vnitřních
orgánů. K odběru používáme sterilní tampóny nebo kultivační kličky. Při odběru vzorků
z kožních změn provádíme stěry z okrajů lézí, kde probíhá aktivní proces a kde lze
předpokládat přítomnost původce. Poté nadzvedneme pinzetou skřelové víčko a provedeme stěr
ze žaber. Po provedení stěrů z kůže a ze žaber odebíráme vzorky z vnitřních orgánů. Tělo ryby
otřeme 70% etanolem a pomocí sterilních nástrojů otevřeme tělní dutinu tak, abychom
nepoškodili trávicí trakt. Vzorky odebíráme nejčastěji ze sleziny nebo z ledvin. Orgány buď
sterilně vypreparujeme, rozřízneme a otiskneme na kultivační médium, anebo je po preparaci
sterilně zhomogenizujeme a kultivaci provedeme z homogenátu. Další možností je zanoření
kultivační kličky nebo tampónu do parenchymu orgánu in situ. U velmi malých ryb, u kterých
je preparace obtížná, provádíme stěry z prostoru mezi vnitřními orgány.
38
Materiál získaný stěrem přeneseme na kultivační médium a provedeme křížový roztěr
(Obr. 10). Z místa, kam jsme nanesli vzorek, vedeme kličkou po povrchu média tři až čtyři
rovnoběžné tahy. Z jejich konců vedeme další tři až čtyři tahy jinou sterilní kličkou. Opakujeme
3–4×, z posledních tahů vedeme jedinou klikatou čáru. Účelem je naředit inokulovaný materiál
tak, aby na médiu vyrostly izolované kolonie.
Obr. 10. Křížový roztěr na kultivačním médiu.1
6.3.4. Vhodné kultivační médium
Někteří původci bakteriálních onemocnění ryb jsou kultivačně nenároční a rostou na
základních půdách (např. na krevním agaru) nebo na obohacených půdách (např. na krevním
agaru s přídavkem NaCl), jiní vyžadují selektivní média (Obr. 11). K původcům rostoucím na
základních, případně obohacených médiích, patří například Aeromonas spp., Yersinia ruckeri
nebo Vibrio anguillarum. Selektivní média vyžadují zástupci rodu Flavobacterium (vhodný je
Cytophaga agar, Anacker-Ordal agar nebo TYES) a Mycobacterium (Löwenstein-Jensen agar).
Pro kultivaci Renibacterium salmoninarum se nejčastěji využívá speciální médium KDM2,
případně jeho selektivní varianta SKDM obohacená o antibiotika a antimykotika potlačující
růst jiných druhů mikroorganizmů.
Při vyšetřování ryb v terénu je možné použít transportní média. Stěry provádíme
sterilními tampóny. Po provedení stěru zanoříme tampón do transportního média ve zkumavce,
odlomíme konec tyčinky a zkumavku uzavřeme zátkou. Naočkovaná média uchováváme
v chladničce.
Většina původců bakteriálních chorob ryb vytvoří viditelné kolonie do 72 hodin.
Výjimku tvoří Renibacterium salmoninarum a Mycobacterium spp., jejichž růst trvá i několik
týdnů.
39
Obr. 11. Růst kolonií – krevní agar (vlevo)5 a Ordalův agar (vpravo)6.
6.4. Laboratorní vyšetření
Orientační identifikaci původce provádíme na základě jeho růstu za určitých podmínek
(např. růst za určité teploty nebo růst na selektivně diagnostických půdách) a na základě
morfologie kolonií a morfologie bakteriálních buněk. K definitivní identifikaci původce
využíváme biochemické testy, hmotnostní spektrometrii anebo molekulární metody.
6.4.1. Růst a morfologie kolonií
Někteří původci bakteriálních chorob ryb mají typický vzhled (např. Flavobacterium
spp. tvoří žlutý pigment, některé kmeny Aeromonas salmonicida vytvářejí difuzibilní hnědý
pigment). Na základě morfologie můžeme ve smíšené kultuře vytipovat kolonie, vhodné pro
další vyšetření.
6.4.2. Morfologie bakteriálních buněk
Při sledování morfologie bakterií vyšetřujeme nativní nebo obarvené preparáty.
Vyšetření nativních nefixovaných preparátů využíváme k posouzení pohyblivosti bakterií,
případně k posouzení jejich velikosti, tvaru a uspořádání, neovlivněných fixací a barvením.
U obarvených preparátů sledujeme kromě velikosti, tvaru a uspořádání bakteriálních buněk
i jejich barvitelnost. Nejčastěji využívaným diagnostickým barvením je barvení podle Grama,
na jehož základě lze rozlišit bakterie na grampozitivní (barví se modrofialově) a gramnegativní
(barví se červenorůžově). Většina běžných původců bakteriálních nákaz ryb patří mezi
gramnegativní mikroorganizmy. Mezi grampozitivní původce patří například Renibacterium
salmoninarum. Při podezření na mykobakteriózu působenou bakteriemi rodu Mycobacterium
volíme barvení podle Ziehl-Neelsena, které se používá k průkazu acidorezistentních bakterií
(Obr. 14).
40
Mikroskopické vyšetření, při němž sledujeme morfologii bakteriálních buněk, se
využívá nejen k orientační identifikaci původce v bakteriální kultuře, ale i k přímému průkazu
