MEM. CONF. INTERNA MED. APROVECH. FAUNA SILV. EXÓT. CONV. · 2012, 8: 1 Página 42 TÉCNICA DE NECROPSIA, INTERPRETACIÓN DE HALLAZGOS MACROSCÓPICOS Y TOMA DE MUESTRAS EN MAMÍFEROS SILVESTRES Caicedo J 1 , Ospina JC 2 y Avila J 3 1, MVZ, Esp, MSc (c); correo e: [email protected]. 2, MVZ, Esp (c). 3, MV. Esp. Resumen La correcta realización de necropsias y toma de muestras en los animales silvestres de los diferentes sistemas de conservación del país es una herramienta de alta importancia en el manejo epidemiológico de muchas enfermedades. La falta de entrenamiento en las técnicas de necropsia de estos animales dificulta la elaboración de propuestas diagnósticas y de control que repercutan en los problemas sanitarios; por lo cual, se presenta una guía de técnica de necropsia general para mamíferos silvestres con algunas lesiones comunes y la adecuada recolección de muestras para diferentes laboratorios de diagnóstico. Palabras clave: Patología, Necropsia, Mamíferos. Introducción Uno de los retos más importantes que enfrentan los médicos veterinarios y biólogos que se desempeñan en la conservación de especies animales en programas ex situ o in situ es realizar una necropsia. Incluso para los profesionales con experiencia, resulta en ocasiones difícil aplicar sus conocimientos clínicos veterinarios y habilidades que han adquirido, en la realización de dicho procedimiento. [1] Por la importancia que representa el reconocimiento de lesiones macroscópicas en los animales silvestres y por sus implicaciones en la conservación y ecología de los mismos. El objetivo de este documento es guiar al lector respecto a la manera de realizar una necropsia en mamíferos silvestres. Se realiza una breve descripción de las lesiones macroscópicas y los cambios post mortem para su identificación en la práctica. Las lesiones y cambios se organizaron de manera sistemática para la evaluación de los órganos afectados. La patología veterinaria es una disciplina dinámica. Es tentador considerar a la patología como una especialidad dogmática, en la que la enfermedad es inconfundible y los diagnósticos son definitivos; sin embargo, no siempre existe una presentación clásica. [1] Convertirse en un patólogo experto requiere de amplia experiencia en el reconocimiento de los patrones de los diferentes tipos de lesiones, que una vez reconocidos, deben permitir
La correcta realización de necropsias y toma de muestras en los animales silvestres de los diferentes sistemas de conservación del país es una herramienta de alta importancia en el manejo epidemiológico de muchas enfermedades. La falta de entrenamiento en las técnicas de necropsia de estos animales dificulta la elaboración de propuestas diagnósticas y de control que repercutan en los problemas sanitarios; por lo cual, se presenta una guía de técnica de necropsia general para mamíferos silvestres con algunas lesiones comunes y la adecuada recolección de muestras para diferentes laboratorios de diagnóstico.
Palabras clave: Patología, Necropsia, Mamíferos.
Introducción
Uno de los retos más importantes que enfrentan los médicos veterinarios y biólogos que se desempeñan en la conservación de especies animales en programas ex situ o in situ es realizar una necropsia. Incluso para los profesionales con experiencia, resulta en ocasiones difícil aplicar sus conocimientos clínicos veterinarios y habilidades que han adquirido, en la realización de dicho procedimiento. [1] Por la importancia que representa el reconocimiento de lesiones macroscópicas en los animales silvestres y por sus implicaciones en la conservación y ecología de los mismos. El objetivo de este documento es guiar al lector respecto a la manera de realizar una necropsia en mamíferos silvestres. Se realiza una breve descripción de las lesiones macroscópicas y los cambios post mortem para su identificación en la práctica. Las lesiones y cambios se organizaron de manera sistemática para la evaluación de los órganos afectados.
La patología veterinaria es una disciplina dinámica. Es tentador considerar a la patología como una especialidad dogmática, en la que la enfermedad es inconfundible y los diagnósticos son definitivos; sin embargo, no siempre existe una presentación clásica. [1] Convertirse en un patólogo experto requiere de amplia experiencia en el reconocimiento de los patrones de los diferentes tipos de lesiones, que una vez reconocidos, deben permitir
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plantear y priorizar una serie de diagnósticos diferenciales. Mediante la utilización de pruebas de diagnóstico (patología clínica, anatómica, pruebas serológicas y de biología molecular), realizar la colección apropiada de muestras y obtener un diagnóstico definitivo que cumpla con los siguientes objetivos [2]:
• Identificar las causas y circunstancias de la muerte del paciente, con el fin de tratar de controlar la enfermedad desde el punto de vista poblacional.
• Obtener la máxima información sobre parámetros biológicos de las diferentes especies silvestres.
Para que una necropsia pueda cumplir con los objetivos antes citados, ésta debe ser ordenada, sistemática y completa. Se trata de una actividad que requiere un tiempo considerable, sobre todo en lo que implica la obtención de las diferentes muestras tisulares o de fluidos, su conservación y su futuro traslado y análisis. Por ello se sugiere para la realización de este procedimiento un equipo de mínimo dos personas, donde una realiza la técnica y la otra etiqueta las muestras.
Recomendaciones previas a la Realización de la Necropsia
Se debe tener en cuenta que es posible que el animal sea portador de enfermedades transmisibles a las personas y a los animales que están en el hábitat. Por este motivo, el profesional a cargo de la necropsia debe utilizar para su protección la vestimenta apropiada (figura 1). También debe tener a su disposición un botiquín con alcohol, yodo, gasas, algodón y vendajes para que en caso de ocurrir un accidente, pueda realizar medidas de antisepsia sobre la herida. Todas las muestras deben manipularse con cuidado ya que son potencialmente infectocontagiosas. [3] Si no son fijadas, deben ser colocadas en frascos herméticos, bolsas nasco o cultureter. Para impedir derrames de material infeccioso durante su transporte, es recomendado utilizar tres contenedores. El primero que tienen contacto con la muestra, el segundo que puede ser una bolsa y el último que es una caja de icopor. [3] El sobre que contiene la información de la muestra debe ir por fuera y también envuelto en una bolsa, esto evitará que si hay un accidente durante el transporte se pierda la información. También se deben tener los materiales para desinfectar el lugar donde se realiza la necropsia, y finalmente dar un destino y manejo apropiados a la carcasa del animal.
Figura 1. Indumentaria para la realización de la necropsia
Nota: Ropa para realizar la necropsia. Un vestido desechable un overol, mascarilla, guante de látex, guantes de caucho, peto y botas. (Original de: Caicedo J).
Conservación del Cadáver
La muerte somática no es un instante, se trata de un proceso donde se van perdiendo en forma total e irreversible todas las funciones biológicas básicas, las psíquicas y sociales. [4] Esta inicia si el daño neuronal es irreversible y finaliza con la interrupción total de las funciones encefálicas, por ejemplo en paro cardio respiratorio irreversible. La muerte se ha subdividido en fases así:
• Agonía y muerte clínica que son fases reversibles.
• Muerte biológica que es la fase irreversible en donde desaparece todo signo espontáneo de vida. Las necesidades de oxígeno son muy altas en la masa encefálica, razón por la cual es el primer órgano que sufre muerte de manera definitiva. [5]
Una vez se presenta la muerte del animal, se desencadenan las alteraciones físico-químicas y morfológicas en los tejidos y células del cadáver; estos cambios se conocen en general como alteraciones cadavéricas o cambios post mortem. [6] Entre ellos algunos ocurren de manera temprana como la rigidez cadavérica (rigor mortis), enfriamiento del cadáver (algor mortis) y la autolisis (autodegradación por enzimas de los tejidos). Otros son un poco más tardíos, como la imbibición biliar y de hemoglobina, las rupturas, los desplazamientos viscerales post mortem y la putrefacción (descomposición por bacterias). [6]
Entre los factores que afectan la aparición de estos cambios se debe tener en cuenta el tiempo transcurrido entre la hora de muerte y la necropsia; la temperatura y la humedad ambiental (temperatura altas aceleran la
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descomposición). [7] También se debe considerar el tamaño corporal del individuo (los animales pequeños se descomponen más rápido); aislamiento externo (ej., abundante pelo o envolverlos en periódico favorece la descomposición) (figura 2); estado nutricional del animal y tipo de dieta; el estado de salud y tipo de afección. Los animales infectados con gérmenes de tipo clostridial se descomponen rápidamente por la acción de las toxinas que estos poseen. Si el animal ha sido sometido a procedimientos quirúrgicos se favorece la descomposición en el caso de que se encuentre alguna de las cavidades naturales expuestas al ambiente. [7]
Figura 2. Envoltura inapropiada de un cadáver
Nota: En este caso el cadáver se envolvió en bolsa, costal y periódico lo que aceleró la descomposición. Las lesiones de los cadáverse pueden ser muy discretas y se enmascaran fácilmente con la putrefacción. Hay casos en que aún descompuesto se puede establecer una propuesta de muerte (ej., presencia de ruptura asociada a cuerpo extraño. (Fotografía de: Caicedo J)
Si existe la necesidad de transportar el cadáver desde una distancia considerable, una medida útil para minimizar los procesos de autolisis y putrefacción es conservarlo correctamente refrigerado (no congelándolo). La refrigeración retrasa estos procesos, pero no los impide. La refrigeración en heladeras comunes o cámaras frías es indicada para casos en los cuales la necropsia será realizada el mismo día de la muerte o dentro de las 24 horas postmortem. Se debe tener en cuenta que no es conveniente colocar al animal recién muerto dentro de una bolsa en el refrigerador porque la bolsa lo aísla del frío y el cadáver no se conservará bien. [1]
Historial Clínico Se deberá recoger toda la información posible de la procedencia del animal (ej., paraje, hábitat, cercanía a centros habitados o carreteras, entre otros), circunstancias (hora y día en que se encontró, posición del cadáver, lugar donde se encontró y características) y cualquier otra información de manejo previa (ej., anestesias, inyectables administrados e historial clínico previo, entre otros) que se considere relevante para la necropsia. [7] Si se hallaron ejemplares muertos de otras especies en cercanías, es importante mencionarlo en el historial y si es posible, hacer la necropsia de estos. También es importante se informe previamente si se requiere la piel o los huesos para estudios anatómicos en cuyo caso la técnica necropsia se modificará. [2]
Examen Externo del Cadáver Todo cadáver debe examinarse detalladamente. Idealmente, será radiografiado para la búsqueda de posibles lesiones como fracturas o masas que no se pudieran detectar en una necropsia de rutina, o para la localización de perdigones o microchips. [2] Si el cadáver tiene microchip, este se debe retirar antes de empezar la necropsia, se pasará repetidamente el lector de microchips por la zona donde se crea que está implantado hasta ubicarlo y retirarlo. Todos los hallazgos de necropsia del cadáver deben fotografiarse con cámara. [2]
El examen externo incluirá la observación de estado corporal, una calificación de uno a cinco siendo uno un animal caquéxico (emaciado), dos un animal delgado, tres una condición normal, cuatro sobrepeso y cinco un animal obeso. [7] Se deben registrar y ubicar la distribución anatómica de los ectoparásitos y sumergirlos en alcohol al 70% para su identificación parasitológica. [8] Se procede a la palpación que será completa, tanto del sistema músculo esquelético, como de toda la superficie y abdomen en busca en masas o fracturas, y la toma de muestras morfométricas según la especie. [9]
Se examinarán el estado de las membranas mucosas incluyendo la oral, conjuntival, genital y se registrarán sus colores. El color blanco sugiere anemia o hipoperfusión (figura 3); el color rojo sugiere congestión (figura 4); el color a amarillo verdoso sugiere ictericia, donde ya se debe indagar por un origen prehepático, hepático y posthepático (figura 5); el color azul o violeta sugiere cianosis (figura 6). [5] También se apreciará cualquier tipo de líquido o secreción.
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Figura 3. Mucosas vulvar pálida de un mamífero
Figura 4. Mucosa oral congestionada en una llama (Lama glama)
Nota: Mucosa vulvar pálida en un rumiante con parasitismo severo. (original de: J. Caicedo)
Nota: Hallazgo postmortem de un proceso séptico. (original de: J. Caicedo)
Figura 5. Tejido subcutáneo de un carnívoro
Figura 6. Mucosa oral de un carnívoro
Nótese el color amarillento del tejido subcutáneo (foto J. Caicedo)
Color azul tenue en encías y en la lengua. (foto J. Caicedo)
Es importante realizar el sexaje y luego confirmar el sexo mediante la visualización de los órganos reproductivos internos. Se recolectará, así mismo, fauna necrófaga especificando localización de ésta. [7]
Se examinará la lengua, verificando si hay presencia de úlceras u otras lesiones (figura 7). Seguidamente se procederá a realizar una incisión en la línea media desde la sínfisis mandibular, hasta la sínfisis pelviana con la extracción completa de la piel, para así poder observar la presencia de
lesiones como hemorragias (petequias, equimosis, sufusiones, hematomas), heridas o posible presencia de perdigones (figura 8).
Si la carcasa expele olor ofensivo se sugiere avanzado estado de descomposición.
Figura 7. Presencia de múltiples úlceras en la lengua de un rumiante.
Se resalta la importancia de debe notificar la presentación de estas lesiones al ICA debido a que las enfermedades vesiculares son de reporte obligatorio. (original de: D. García)
Figura 8. Tejido subcutáneo de una llama.
Se evidencian múltiples áreas de color rojo de diferentes tamaños, la mayoría de pocos milímetros (petequias) y otras de pocos centímetros (equimosis). Un caso de septicemia. (original de: J. Caicedo)
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Examen Interno del Cadáver El cadáver se puede colocar en decúbito esternal o en decúbito supino, según la preferencia de quien realiza la necropsia. Se deben tener en cuenta consideraciones anatómicas según la especie, por ejemplo en artiodáctilos se sugiere colocar el cadáver en decúbito esternal izquierdo para que el rumen no dificulte el examen de las vísceras de cavidad abdominal. [10] En perisodáctilos se sugiere colocar el cadáver en decúbito esternal derecho para que el colon mayor no dificulte el examen de las vísceras de la cavidad abdominal. En muchas otras especies, estando en decúbito esternal se pueden desarticular el miembro anterior y posterior cortando en su caso y respectivamente las uniones musculares de la escápula y liberando por el ligamento la articulación coxofemoral, quedando estable el cadáver.
En hembras se examinarán las mamas, en neonatos la zona umbilical (figura 9). Se procederá entonces a retirar la lengua (figura 10), laringe, tráquea y esófago. Al observar las amígdalas se debe describir su tamaño, la presencia de algún tipo de secreción en su superficie y se debe colectar una para el frasco de formol y la otra en bolsa Nasco para estudios microbiológicos. Después se corta la articulación del hueso hioides y se sigue despejando el esófago junto con la tráquea. En el cuello es importante diferenciar la glándula salivar del ganglio linfático submandibular esto se hace mediante corte de estos dos órganos, donde la glándula es lobular y el ganglio es uniforme.
Figura 9. Ombligo de un rumiante neonato.
Se observa aumentado de tamaño, congestionado y exudando un material blanco amarillento. Es un caso de onfalitis bacteriana y se obtuvo aislamiento de E. coli. (original de: J. Caicedo)
Figura 10. Apertura de la cavidad oral de una llama con septicemia.
Se realiza una incisión bordeando el interior de la rama de la mandíbula siendo los cortes profundos una vez realizado esto se saca la lengua. (original de: J. Caicedo)
Se procederá al examen de las cavidades corporales. El orden dependerá de lo que se necesite, sobre todo teniendo en cuenta la oportunidad de la colecta de muestras para microbiología. Para abrir el abdomen se elevará la pared abdominal antes de realizar la incisión evitando así el corte accidental de las vísceras. Una vez abierto se examinarán el interior de la cavidad, la posición y el aspecto de los órganos, así como posibles lesiones o líquidos orgánicos (registrar volumen, color y consistencia). Los líquidos pueden ser tomados para su análisis y es importante clasificarlos como exudados de origen inflamatorio (figura 11) o trasudados de cuyo origen se debe indagar baja proteínas (un animal caquéxico, con falla hepática o renal o parasitosis interna), aumento de la presión hidrostática (congestión cardiaca del lado derecho) y obstrucción linfática (tumores). [5]
Para abrir el tórax se deben cortar con costotomo o cuchillos las costillas a un lado del esternón manteniendo la integridad del diafragma, para que en el caso de que haya líquido no se vacié la cavidad ) (figura 12). Una vez abierto se examinará el interior de la cavidad y el aspecto de los órganos, así como posibles lesiones o líquidos orgánicos.
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Figura 11. Cavidad abdominal expuesta en un rumiante
Abundante liquido de color amarillo ámbar con material viscoso de color blanco. Este material se encuentra en la serosa del intestino formando adherencias. Hay evidencias de ascitis y peritonitis fibrinosa. Se trata de un proceso séptico. (original de: J. Caicedo)
Figura 12. Cavidad torácica expuesta de un perisodáctilo.
Al desplazar el lóbulo cardiaco del pulmón, hay abundante líquido amarillo ámbar en la cavidad torácica. Caso de hidrotórax en con neumonía lobar. (original de: J. Caicedo)
En primer lugar, se debe examinar la serosa, la cual sugiere en muchos casos la porción afectada y presenta la oportunidad de tomar esta región para estudios microbiológicos (figura 13). Realizar un corte en el recto y describir el aspecto de las heces. Si hay sangre digerida se debe indagar por ulceras en estómago o intestino delgado. Si hay sangre fresca y fibrina se debe presumir de procesos inflamatorios del intestino y colon, estos generalmente son infecciosos. Si hay abundante cantidad de moco y líquido se pensará en un proceso de hipersecreción (se puede asociar a procesos virales por rotavirus, bacterianos por E. coli ETEC y tóxicos parasimpaticomiméticos). Si hay alimento no digerido se debe pensar en procesos de mala absorción (ej., insuficiencia pancreática exocrina). Para retirar el estómago e intestinos, se sugiere hacer un corte en el recto y hacer tracción del tracto gastrointestinal hacia craneal como una unidad, cortando el mesenterio donde se une a la carcasa. Dejar el hígado, páncreas y el bazo unidos al intestino y sacar este paquete del cadáver. Deben quedar en la carcasa el tracto urogenital y las glándulas adrenales. [10, 12]
Figura 13. Tracto digestivo de una llama.
Nótese que hay múltiples áreas de color rojizo sobre la serosa de todo el tracto gastrointestinal sugiriendo una coagulopatía intravascular diseminada (CID). Caso de septicemia por enterotoxemia. (original de: J. Caicedo)
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Si hay colores amarillos verdosos (ictericia) se debe realizar la prueba del colédoco que consiste en hacer un corte al duodeno y presionar la vesícula biliar. En condiciones obstructivas no debe salir bilis por la incisión. (Figura 14). El hígado se debe examinar, palpar y realizar diversos cortes en sus diversos lóbulos. Examinar el bazo y pesarlo. [2]
Figura 14. Prueba de patencia del conducto biliar
Se ubica la vesícula biliar, el asa sigmoidea del duodeno, se abre esta porción por el borde antimesenterico y se oprime la vesícula y se evaluará el flujo de bilis en la ampolla del esfínter de Odie (flecha), si hay flujo es positiva y si no hay se debe pensar en un proceso obstructivo en ese caso hay que abrir la vesícula y buscar colelitos, y colectar vesícula biliar y conducto biliar para histopatología por si hay colecistitis colestasis. (original de: J. Caicedo)
El intestino se organiza cortando el borde mesentérico y extendiéndolo (figura 15), se abrirá longitudinalmente en su totalidad para examinar su mucosa y contenido (heces, parásitos visibles). Las secciones que vayan a formol pueden estar abiertas o cerradas, es importante que contengan la lesión, no deben ser maltratadas y deben medir 1 x 1 x 1 cm; no se deben anudar. Las muestras para estudio parasitológico no deben tener aire, ya que con el aire los huevos de parásitos eclosionan y entonces el resultado del laboratorio posiblemente no reflejará la realidad del estado del animal.
Se puede realizar un hisopado de la mucosa del intestino para PCR.
Figura 15. Posicionamiento ex situ del intestino de un mamífero
La organización del intestino permite ubicar el sitio de la lesión y colectar muestras según su destino. En la fotografía se muestra el intestino de un perisodáctilo. Nótese el gran tamaño del colon debido a que en él se realiza la fermentación. (original de: J. Caicedo)
Esófago y Sistema Cardiorrespiratorio
Una vez se ha quitado al menos un arco costal se debe disecar la tráquea con el esófago unido. Seguir disecando en el tórax incluyendo pulmones, corazón y grandes vasos y realizar tracción primero hacia caudal y después hacia craneal, cortando el esófago y la aorta descendente, se retira todo el paquete de la cavidad. El esófago se separa y se abre para examinar en la mucosa cambios de coloración. Los cambios congestivos en el primer tercio sugieren compresión del cuello y se debe indagar si el animal fue maltratado (ej., con un collar). Los cambios de color como la línea timpánica en el primer tercio sugieren compresión que generalmente se asocia a dilatación de preestómagos en rumiantes o estómago y ciego en monogástricos. [11] Se debe examinar el timo si existe.
Para el sistema respiratorio primero se debe abrir, examinar y tomar muestras del árbol tráqueo-bronquial (figura 16) en donde la espuma sugiere edema y se debe indagar por la realización de eutanasia con barbitúricos, si no es así y está asociado a congestión pulmonar, se debe indagar por lesiones en corazón izquierdo. Si contiene sangre, indagar problemas de coagulación, plaquetas o infecciones, si hay moco procesos infecciosos y
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eventualmente se pueden encontrar parásitos. La tráquea se debe tomar para histopatología en formol, los parásitos se pueden colocar en formol para su identificación en estereoscopio; para estudios de PCR para indagar virus se toma fresco y se mantiene refrigerado. [13]
Figura 16. Arbol traqueobronquial de un mamífero
Abundante cantidad de espuma (flecha) en árbol traqueo-bronquial. (original de: J. Caicedo)
Según la especie, se identifican los diferentes lóbulos pulmonares (apical, cardiaco y diafragmático). Normalmente deben colapsar. Si no colapsan al corte se debe caracterizar si exuda agua es edema pulmonar, si exuda abundante sangre posiblemente haya hemorragia (figura 17) y si no exuda es posiblemente debido a enfisema. [5]
Si hay un colapso exagerado, sugiere atelectasia y tiene generalmente dos orígenes. El obstructivo si es principalmente cráneo-ventral se asocia a bronconeumonía (figura 18), y el segundo se presenta por compresiones por masas. También se podría deber a la incapacidad de producir surfactante. [5] Se palpan teniendo en cuenta las consistencias que son blanda normal (piel de mentón); firme que sugiere exudación (cartílago de la nariz) y duro que sugiere metástasis y proteinosis (hueso frontal). [5] Se deben tomar muestras de zonas de apariencia anormal delimitadas con pulmón normal para darle oportunidad al patólogo de reconocer el órgano y de observar la severidad de las lesiones. [13]
Figura 17. Lobulos pulmonares con exudado y sangre al corte.
Alteración compatible con edema y hemorragia pulmonar. (original de: J. Caicedo)
Figura 18. Severo colapso del pulmón en área cráneo-ventral.
Al corte exuda pus. Se asocia a una bronconeumonía supurativa. En estos casos es importante enviar un fragmento del pulmón afectado a microbiología. (original de: J. Caicedo)
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En cuanto al corazón, se debe examinar el pericardio y abrirlo para observar la presencia y apariencia de líquido. Si hay abundante líquido translúcido es hidropericardio. Si el contenido es sangre es hemopericardio y si los exudados sugieren pericarditis, es frecuente que se asocien a procesos sépticos por Pasteurella spp, Haemophilus spp, Streptoccocus spp y Sthaphylococcus sp. Se debe pesar y generalmente está alrededor del 0,5 a 1% del peso corporal. La relación ventrículo izquierdo y septo versus ventrículo derecho (VI +S)/VD es 2,8-4,0 en adultos; un índice > 4,0 sugiere hipertrofia del ventrículo izquierdo y una relación <2,8 sugiere hipertrofia del ventrículo derecho. [14] Hay distintos tipos de corte, por ejemplo el de tipo libro para evaluar el flujo sanguíneo en el corazón (figura 19). También se pueden realizar cortes transversales los cuales permiten evaluar el grosor del miocardio y la dilatación de la cámara cardiaca (figura 20). Respecto a las válvulas generalmente hay dos hallazgos, masas con aspecto de coliflor que sugieren endocardiosis y que estén de color rojo con nodulaciones de color blanco amarillento (pus) que sugiere endocarditis; sin embargo esto sólo se confirma con histopatología. Si se sospecha que el animal pudiera padecer de septicemia, es de suma importancia colectar sangre cardíaca para realizar estudios microbiológicos.
Genitourinario
Se deben retirar los riñones de la carcasa y se cortan con cuchillo por la curvatura mayor dejando expuestas la corteza, la médula y la pelvis renal siempre haciéndolo hacia caudal para preservar los uréteres. Se debe retirar la cápsula para que el formol infiltre bien el tejido y evitar artefactos además para evaluar adherencia de la misma a la corteza. [12]
La presencia de abundantes puntos de color amarillo en la corteza sugiere glomerulitis por embolia bacteriana (figura 21), donde se pueden realizar improntas en láminas del riñón y teñir con Gram para confirmar bacterias o enviar un fragmento a microbiología. La disminución del tamaño con formación de trayectos en la superficie sugiere daño intersticial crónico. Aunque hay múltiples causas, se puede enviar el tejido con cápsula para cultivo de leptospira. Al examinar la vejiga y abrirla se puede realizar campo oscuro para buscar leptospiras con la orina y también urocultivo. [13] Si la orina tiene un color rojo oscuro se puede colocar en un tubo de ensayo y centrifugar o dejar quieta a temperatura ambiente al menos 15 minutos en donde pueden ocurrir dos fenómenos, que mantenga un color rojizo, sugiriendo hemoglobinuria o que se decanten glóbulos rojos donde se sugiere hematuria. También se debe abrir y cortar longitudinalmente la uretra y los uréteres sitio en donde se pueden ubicar urolitos.
El corte empieza en el borde libre de la aurícula derecha se entra a la cavidad aurículo ventricular dejando expuesta la tricúspide y finalmente se sigue la arteria pulmonar. Después se abre el borde libre de la aurícula izquierda entrando al ventrículo dejando expuesta la mitral (flecha amarilla) y se bordea el septo (flecha verde) sin cortarlo para entrar a la aorta y dejar expuesta sus semilunares (flecha roja). (original de: J. Caicedo)
Figura 20. Corte transversal de un corazón
Corazón de un carnívoro con historia de diabetes. En un corazón normal el ventrículo izquierdo tiene el miocardio más grande, el ventrículo derecho tiene forma de media luna. En esta imagen se presenta un marcado aumento de tamaño del miocardio del ventrículo izquierdo con estrechamiento de la cámara (hipertrofia concéntrica). (original de: J. Caicedo)
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Si en la corteza renal los rayos medulares se hacen evidentes sugiere nefrosis tubular y si adicionalmente tienen color blanco y al corte en la consistencia se siente mineral, sugiere nefrocalcinosis. Si en la pelvis hay acúmulo de pus sugiere infección ascendente. Si la pelvis esta dilatada y hay disminución del grosor de la corteza sugiere hidronefrosis y se debe evaluar con detalle ambos uréteres en busca de obstrucciones por urolitos o procesos inflamatorios. [5]
Figura 21. Imagen del riñón de un perisodáctilo.
Al retirar la cápsula renal en ella hay un área localmente extensa de color rojo. En la corteza hay múltiples puntos amarillos de distribución al azar. Se trata una nefritis supurativa aguda severa multifocal por embolia bacteriana. (original de: J. Caicedo)
Para realizar un examen reproductivo completo en machos, se debe retirar el pubis y ubicar los testículos que según la edad y la especie pueden estar ubicados dentro de la cavidad abdominal o fuera en el escroto[12]
En hembras se deben disectar ovarios, evaluar si hay folículos primarios, secundarios, quistes, cuerpos lúteos, lo que brinda indicios sobre el ciclodebe cortar y abrir útero longitudinalmente exponiendo la mucosaencuentra exudado es posible que haya endometritis y este material se puede enviar a bacteriología (importante indagar Brucella implicación en salud pública) y PCR, si encuentran múltiples áreas relieve con abundante contenido de líquido translucido, lohiperplasia endometrial quística. Se deben tomar las muestras según destino. [12]
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los rayos medulares se hacen evidentes sugiere nefrosis tubular y si adicionalmente tienen color blanco y al corte en la consistencia se siente mineral, sugiere nefrocalcinosis. Si en la pelvis hay
de pus sugiere infección ascendente. Si la pelvis esta dilatada y hay disminución del grosor de la corteza sugiere hidronefrosis y se debe evaluar con detalle ambos uréteres en busca de obstrucciones por urolitos o
Al retirar la cápsula renal en ella hay un área localmente extensa de color rojo. En la corteza hay múltiples puntos amarillos de distribución al azar. Se trata una nefritis supurativa aguda
, se debe retirar el pubis y ubicar los testículos que según la edad y la especie pueden estar ubicados dentro de la cavidad abdominal o fuera en el escroto (figura 22).
disectar ovarios, evaluar si hay folículos primarios, brinda indicios sobre el ciclo. Se
ortar y abrir útero longitudinalmente exponiendo la mucosa; si se xudado es posible que haya endometritis y este material se
Figura 22. Tracto genitourinario de un macho perisodáctilo.
En esa los observar los riñones (flecha roja), los testículos (flecha verde) y el pene (flecha amarilla). (original de: J. Caicedo)
Se deben examinar y pesar glándulas adrenales. Su evaluación histopatológica puede ayudar a determinar hiperplasias de la corteza comunes en animales estresados.
Musculo Esquelético
Se tomarán muestras de musculatura (diafragma; músculo semitendinoso o similar) y de algún gran nervio (por ejemplo el ciático). [2] En rumiantes el color blanco de los músculos se pueden deber a necrosis de coagulación por estrés postcaptura asociados a deficiencias de selenio y vitamina E. En estos casos de rabdomiolisis el exceso de mioglobina en sangre puede producir nefrosis tubular aguda.
Para tomar una muestra de médula ósea se debe abrir un hueso largo (ej., costilla o fémur). Evaluar su coloración y consistencia No manipular la médula ya que se comprime fácilmente y esto dificulta su evaluación microscópica.
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Cabeza y Cavidad Oral
Examinar los ojos. [2] Los ojos para histología se deben extraer enteros y se debe inyectar formol dentro de las cámaras para asegurar una adecuada fijación; se disecta la piel y musculatura periorbital y se corta el nervio óptico. Para examinar y extraer el cerebro se retira la musculatura parietal para que quede visible la zona dorso-caudal del cráneo (figura 23). Se debe evaluar la consistencia del encéfalo, si es blando, con abundante contenido líquido y con dilatación ventricular se sugiere hidrocefalia. Se deben colectar los cornetes para evaluar procesos infecciosos con vía de entrada aerógena (entre ellos influenza o herpesvirus).
Figura 23. Corte realizado para exponer el encéfalo de un felino.
Se procede a realizar tres cortes con una sierra, el primero por detrás de las fosas orbitales y dos laterales siguiendo una línea por el borde interno del cóndilo del occipital del foramen magnum a la intersección del primer corte. Se abre con cuidado la tapa del cráneo. Se libera de la meninge y se retira el encéfalo. (original de: J. Caicedo)
Colecta de Muestras
Siempre se debe tener en cuenta el estado del cadáver y la oportunidad diagnóstica (figura 24). Estando el cadáver en condiciones adecuadas se recogerán muestras de todos los tejidos para formol, ya que aunque no haya lesiones macroscópicas al evaluar la morfología en microscopia de luz se podrían encontrar cambios. [12] En presencia de lesiones se toma la parte afectada dejando siempre en sus bordes una zona normal. [13] Cuando se
considere oportuno, además se recogerán todas las muestras adicionales que se consideren necesarias (ej., hisopos para cultivo, improntas, recolección de líquidos orgánicos, entre otros).
Figura 24. Cadáver de un primate neotropical.
Avanzado estado de descomposición en un titi. Frente a este caso no se toman muestras para histopatología, pero se pueden tomar muestras para estudios de biología molecular. (Original de: F. Rebolledo)
Las muestras se recogen de forma sistemática para los distintos tipos de estudios. Siempre que se pueda, según el estado del cadáver y de igual forma como se haría en un animal vivo se tomará sangre entera en EDTA, frotis de sangre, sangre sin anticoagulante, pelo arrancado, hisopos con medio y sin medio de transporte de las diferentes mucosas, heces, orina y parásitos externos.
Colecta de Material para Análisis Histopatológicos Para el análisis histopatológico se deben cortar fragmentos de no más de 2cm, preferentemente donde haya tejido lesionado y tejido normal (área de transición). [12] Este fragmento debe colectarse con la ayuda de un bisturí o cuchillo en caso de órganos parenquimatosos y de una tijera con buen filo en órganos tubulares, pulmón y páncreas.
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Inmediatamente posterior a su colecta, los fragmentos deben fijarse en formol, si es de las farmacias no es necesario diluirlo, puesto que su concentración habitualmente es del 4%, si es formol industrial se diluye en relación 1:10 con agua destilada y se debe tratar con soluciones buffer. La cantidad de formol debe ser de 5 a 10 veces mayor al volumen total del material colectado. Se debe revisar que no haya tejidos adheridos a la pared del frasco para garantizar que tengan contacto con el formol (figura 25).
Figura 25. Recipiente apropiado para la colecta de muestras
Los recipientes apropiados son frascos de boca ancha con tapa rosca. El recipiente debe cerrar herméticamente ya que el formol es bastante volátil. Evitar frascos de boca estrecha (posterior a la fijación, el material se vuelve más firme, dificultando su extracción) o muy pequeños (tubos de rollos fotográficos) que no permitirán establecer una relación adecuada entre la cantidad de formol y el volumen del material. Siempre hay que identificarlos. En esta foto resalta que se escogió inadecuadamente el frasco y que la muestra es demasiado grande. (original de: J. Caicedo)
Colecta de Material para Análisis Parasitológico Se puede colectar materia fecal para estudios coproparasitológicos directamente del recto del animal valorado, siendo posteriormente acondicionada en un recipiente apropiado con tapa hermética, debidamente identificado y enviado al laboratorio. [12]
Otra alternativa es enviar el tracto gastrointestinal entero al laboratorio. Para ello se deben cerrar las extremidades de la porción a colectar. [2, 12] Este material debe guardarse en un recipiente sellado y puede refrigerarse previo al envío.
Los ectoparásitos (garrapatas, piojos y pulgas) pueden conservarse en alcohol etílico al 70%.
Colecta de Material para Análisis Microbiológico (bacteriológico y virológico) Las muestras para el análisis microbiológico deben colectarse al realizar la necropsia, previo a la manipulación de los órganos, tomando siempre las medidas de asepsia y teniendo en cuenta el tiempo que lleva muerto el animal, ya que la putrefacción altera considerablemente los resultados obtenidos. [13]
Las muestras para estudios bacteriológicos pueden obtenerse mediante el uso de hisopos estériles que pueden llevarse en un medio de transporte de Stuart. Además, se puede aspirar con aguja y jeringa estériles, cualquier líquido que se encuentre en cavidades, líquido cefalorraquídeo, o incluso sangre para hemocultivo.
También se pueden utilizar fragmentos de órganos para análisis microbiológicos, siempre teniendo en cuenta que puede haber contaminación bacteriana en la superficie de ese material. Por lo tanto, es importante “flamear” externamente los fragmentos de tejidos posterior a su colección y luego colocarlos en un recipiente estéril.
Colecta de Material para Análisis Toxicológico La colecta de material para análisis toxicológicos está indicada cuando se sospecha que el animal ha tenido contacto con agentes tóxicos de manera accidental o intencional. [7] Una vez terminada la necropsia se debe proponer el tipo de tóxico que afectó al animal. Los tóxicos cáusticos ulceran y provocan hemorragia en cavidad oral y a lo largo del tubo digestivo. Los tóxicos parasimpaticomiméticos provocan salivación, edema pulmonar, el intestino usualmente no tiene contenido de alimento sino de moco, posiblemente por el aumento de la motilidad y la hipercontracción. En los casos de tóxicos que afectan la coagulación, se encuentran hemorragias múltiples en todos los órganos y aun después de la muerte, la sangre no coagula. En general se colecta contenido de estómago y preestómagos, se puede hacer un pool de riñón, hígado (útil para niveles de vitaminas liposolubles) y pulmón, y se toma una porción de encéfalo para pruebas de función de la acetil coenzima A. [7] Se recomienda conservar muestras de tejido adiposo (grasa) en papel de aluminio y congelarlas. Previo al envío de la muestras, se recomienda contactar al laboratorio que realizará los análisis para confirmar que tengan la técnica adecuada para su caracterización. [13]
Además de identificar cada muestra, es importante adjuntar un informe con la descripción de los síntomas presentados por el animal, observaciones macroscópicas y siempre indicando los presuntos agentes tóxicos.
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Colecta de Material para Estudios Genéticos Se conservarán muestras de tejido (ej., piel, músculo, hígado, cerebro y sangre) en alcohol etílico o absoluto (1:1) para futuros estudios genéticos.
Procedimientos Posteriores a la Necropsia
La carcasa sólo se enviará al museo u otra institución si no presenta señales de enfermedades infecciosas. [2] Todos los demás tejidos provenientes de la necropsia deberán ser enterrados o incinerados. Los materiales descartables, como guantes, delantales y tapabocas deberán desecharse como residuos de riesgo biológico. El instrumental quirúrgico utilizado deberá lavarse con agua y jabón y posteriormente desinfectarse. [9] Los frascos de colecta de muestras se lavarán externamente, luego se identificarán y conservarán según su contenido (temperatura ambiente, refrigerada, congelado). El material corto punzante se deposita en contenedores de pared rígida debidamente identificados.
Referencias
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2. Miranda F, Superina M, Jimenez E. Manual de necropsias del oso hormiguero. [en línea] 2006 Noviembre [fecha de acceso 28 de noviembre de 2011]; versión 1. URL disponible en: http://www.proyectoibera.org/download/osohormiguero/manual_necropsias.pdf.
3. Nietfeld JC. Field Necropsy Techniques and Proper Specimen Submission for Investigation of Emerging Infectious Diseases of Food Animals. Veterinary Clinics of North America-Food Animal Practice 2010;26:1-13..
4. Gutiérrez-Samperio C. La bioética ante la muerte. Gac Med Mex 2001;137:269-276.
5. Zachary JF, McGavin MD, Zachary J. Pathologic basis of veterinary disease: Elsevier Mosby; 2012.
6. Chauhan R. Textbook Of Veterinary Pathology: Quick Review And Self Assessment Textbook: International Book Distributing Co.; 2010.
8. Munson L, University of California DWHC. Necropsy of wild animals: Wildlife Health Center, School fo Veterinary Medicine, University of California, Davis; 2006.
10. Aluja A, Constantino C. Técnicas de necropsia en animales domésticos. Manual Moderno, México. 2002.
11. Jones T. Veterinary pathology, Thomas Carlyle Jones, Ronald Duncan Hunt, Norval William King. 1996.
12. Matushima E. Técnicas necroscópicas. En: Cubas ZS, Silva JCR, Catão-dias JL. Tratado de animais selvagens: Roca SP; 2007. p. 980-90.
13. Mogollon D, Rincón M, Villalobod R, Bohórquez C, Mossos N, Arbeláez G, Navarro J. Instrucciones generales para el usuario del servicio de diagnóstico veterinario en Colombia. Publicación del Instituto Colombiano Agropecuario ICA| 2003.
