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ENFERMEDADES DE LA VID CAUSADAS POR VIRUS

Diego Maeso

Maestría de Ciencias Agrarias

Curso: Protección Sanitaria en Viña

PRINCIPALES ENFERMEDADES

• ENRULAMIENTO (“LEAF ROLL”)

• DEGENERACIÓN INFECCIOSA (“FAN LEAF”, “COURT NOUE”)

• PROBLEMAS DE MADERA (“CORKY BARK”, “LEGNO RICCIO”, “STEM PITTING”)

• FLECKING (“MARBRURE”)

VIRUS DE LA VID A NIVEL MUNDIAL

• TOTAL (AÑO 2004): 58 AGENTES REPORTADOS• PERTENECIENTES A 21 GÉNEROS• LOS MÁS IMPORTANTES:

– NEPOVIRUS: Grapevine fan leaf virus (GFLV).– CLOSTEROVIRIDAE: Grapevine leaf roll

associated virus 1-9 (GLRaV 1-9).– VITIVIRUS: Grapevine virus A, B, C y D (GVA,

GVB, GVC y GVD).– FOVEAVIRUS: Grapevine Rupestris Stem Pitting

associated virus (GRSPaV).– MACULAVIRUS: Grapevine fleck virus (GFkV).

ENRULAMIENTO (“LEAF ROLL”)

Enfermedad de amplia distribución mundial y gran

importancia.

HISTORIA• 1935 Scheu. Transmisión por injerto.• 1958 Goheen. Varias enfermedades son sinónimos.• 1965 Goheen. Termoterapia.• 1979 Namba. Closterovirus en plantas enfermas.• 1981 Sasahara et. al. Cultivo in vitro.• 1984 Gugerli et. al. Purificación de virus y ELISA.• 1984 Rosciglione & Gugerli. Tipos I, II y III.• 1989 Rosciglione & Gugerli. Vector GLRaV 3

chanchito blanco.• 2002: 7 virus relacionados y el octavo en estudio.

Martelli et. al. Revisión Familia Closterovirus, Género Ampelovirus , Especie tipo: GLRaV-3.

• Genomas de GLRaV 2 y 3 caracterizado completamente y parcialmente los de los demás.

• 2004: GLRaV 9.

SÍNTOMAS• Cultivares tintos: hojas basales fin de enero

manchas rojizas que se agrandan y al final queda solo nervadura verde. Enrollamiento.

• Cultivares blancos: Enrollamiento.

• Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda, <enraizamiento). Maduración irregular, tardía, menor azúcar, menor rendimiento.

• PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS

2

SÍNTOMAS• Cultivares blancos: Enrollamiento.

SÍNTOMAS• Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda,

<enraizamiento). Maduración irregular, tardía, menor azúcar, menor rendimiento.

• PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS

3

CONFUSIÓN CON OTRAS CAUSAS

Def. Mg

Daños mec., etc.

Perjuicios

• Disminución en rendimientos: 15-20%

• Enraizamiento

• Prendimiento de Injertos

• Vigor

• Problemas en floema, traslocación de carbohidratos desde hoja a otros órganos.

TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR LEAF ROLLLUGAR VARIEDAD EFECTO

RENDIMIENTOS ACIDEZ AZUCAR ALCOHOL VIGOR AUTOREEUU (Cal.) Varias - 46-85% -16% Demora en vegetación Goheen & Cook (1959)

Suiza Gamay -17-40% -9° Oechsle Bovey (1970)

EEUU Varias < N° y tamaño Goheen (1970)Australia racimos Antcliff et al (1979)

bayas más chicas

Varios Varias aumento disminución disminución < Peso de poda, < vigor Bovey (1970)Goheen (1970)Lider et al 1975, etc.

Alemania Pinot Noir -19% prom. en 7 años Bruckbauer (1981)efecto año-68% Sin efecto en el mosto Hoffman (1984)

N. Zelandia Baco 22A -44% -9% Over & Chamberlain (1970)Mission -66% -30%

EEUU C. sauvignon Sin efecto (cepas suaves?) Whiting & Hardy (1981)

EEUU Riesling Sin efecto (cepas suaves?) -1-1.7° Brix Wolpert & Vilas (1992)Zifandel

EEUU Emperor Menor color bayas -4-26% Krake (1993)

EEUU Burger aumento acidez, malato, tartrato y K en mosto Lider et. al. (1975)

VARIACIÓN EN EL PESO DE PODA EN TRES PORTAINJERTOS (1986-1993) (Credi & Balbini 1996)

TRATAMIENTO 420A KOBER 5BB TELEKI 5A

Sin infectar 12,94 9,16 9,8GFLV + GLRaV3 1,53 0,93 1,97KSG+ RSP+ GLRaV3 + VN 5,51 4,9 5,63KSG+ RSP+ GLRaV1 + VM 4,35 4,77 9,33GFLV + VN + VM 6,22 5,77 9,75

EFECTO DE LA INOCULACIÓN CON GLRaV 3 EN RENDIMIENTO Y AZUCAR (Walter & Legin 1986)

CULTIVAR SIN INOCULAR INOCULADOS DIFERENCIA

Chardonay 1 1,49 kg/pl. 0,85 -43%10,1 GAP 8,2 -19%

Chardonay 3 1,6 kg/pl. 0,8 -50%11 GAP 9,5 -14%

Pinot Noir 3 1,26 kg/pl. 0,49 -61%9,6 GAP 8,6 -10%

Pinot Noir 98 0,57 kg/pl. 0,36 -37%9,5 GAP 9,2 -3%

RENDIMIENTO PROMEDIO Y CONTENIDO DE AZUCAR CV. PINOT NOIR CON Y SIN SÍNTOMAS DE LEAF ROLL

(HOFFMAN 1984)

AÑO/CLON SIN SÍNTOMAS CON SÍNTOMAS PÉRDIDAS %KG/PL. OECHSLE % PLANTAS KG/PL. OECHSLE FRUTA OECHSLE

19719 Gm 4,3 95,7 53 2,6 95,8 39 +0,113 Gm 3,5 96,6 27 2,6 97,4 25 +0,818 Gm 3,9 94,8 7 2,3 97 43 +2,319 Gm 3,1 98,1 17 2,1 97 32 1,920 Gm 3,8 94,9 7 2 100 47 +5,4

19729 Gm 5,8 84,7 33 2,5 91,4 57 +7,913 Gm 6 83,6 23 1,9 91 68 +8,918 Gm 4,6 88,9 10 3,3 91,7 27 +3,219 Gm 4,4 90,2 10 3,5 89,3 20 120 Gm 6 83,7 3 4,4 95 27 +13,5

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INCIDENCIAS DEL ENRULAMIENTO Y ENROJECIMIENTO FOLIAR SOBRE EL

COMPORTAMIENTO DE VID cv. TANNAT (HARRIAGUE)

Ing. Agr. Ismael Spínola(Investigaciones Agronómicas N° 3. 1981)

EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y PESO DE RACIMOS (A. EE “LAS BRUJAS”)

AÑO RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N° RACIMOS/PLANTA PESO DE LOS RACIMOS (g)NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA

1976 9,4 5 33 28,8 285 1741977 9,5 4,4 54,2 27,3 176 1611978 7,2 4,4 26,6 23,9 265 179

EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y PESO DE RACIMOS

(B. VIÑEDOS CANELONES Y MONTEVIDEO)

AÑO RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N° RACIMOS/PLANTA PESO DE LOS RACIMOS (g)VIÑEDO NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA

1977 7,1 3,8 27,1 22,1 262 172CANELONES

1977 4,7 3,5 26,1 24,3 179 146CANELONES

1978 11,8 4,6 56 29,2 216 157MONTEVIDEO

EFECTO SOBRE TENOR GLUCOMÉTRICO (EE LAS BRUJAS Y VIÑEDOS CANELONES Y

MONTEVIDEO)AÑO GRADO ALCOHÓLICO KG. GRADO/PLANTAVIÑEDO NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA

1976 12,6 9,4 117,8 45,9EELB

1977 8,7 7,9 99,4 34,7EELB

1977 8,9 7,9 62,2 29,8JUANICÓ 1

1977 7,9 6,7 36,8 23,5JUANICÓ 2

1978 12 9,2 85,3 39EELB

1978 10,2 10,1 120 45,8MONTEVIDEO

EFECTO SOBRE LA BROTACIÓN Y EMISIÓN DE RAÍCES EN ESTACAS DEL cv. TANNAT

(EE LAS BRUJAS 1977)

MEDIO % BROTACIÓN % ENRAIZAMIENTO % FORMACIÓN CALLONORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA

ARENA 100 67 48 22,4 96 95,9ASERRÍN 96 58,5 38 34,1 80 82TIERRA 100 96 75 54 65,4 61

EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN DE SARMIENTOS (KG/PLANTA) EN TRES SISTEMAS

(EE LAS BRUJAS 1977)

SISTEMA DECONDUCCIÓN NORMAL ENFERMAY PODAGuyot doble 0.7 m 2 0,483Guyot doble 1,1 m 1,4 0,516Guyot cuádruple 1,083 0,475

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AGENTES CAUSALES:• 9 virus, Familia Closteroviridae. (Virus filamentosos grandes en floema).•GLRaV 2 género Closterovirus•GLRaV 1, 3, 4, 5, 6, 8 y 9 género Ampelovirus.•GLRaV 7 sin género asignado.•12 nm x 1400-2200 nm.•CP: GLRaV-2 24 kDa, resto 35-44 kDa.• Causan síntoma de “leaf roll” : GLRaV 1, 3 y 7

GLRaV Distribución Síntomas Primerreporte

AntisuerosComerciales

Conocimiento delgenoma

1 Mundial(Uruguay?)

Siempre típicos Gugerli et al(1984)

SI Parcial Relac.clostero trans. porpulgones

2 Mundial LR No típico.Incompatibilidad

Ex - GCBaVMonette (1991)

SI Total. Idem(8 ORF)

3 Mundial Típicos (a veceslatente)

Rosciglione &Gugerli (1986)

SI Total Grupo propio(12 ORF)

4 Aus. Chipre,Hung, S. AfrTaiwan, USA

Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio

5 Aus., Fra., S.Afr. USA

Suaves (W.Emperor)

Walter &Zimmerman(1990)

NO Grupo propio

6 Italia, S. Afr.,Suiza

Sin información(Siempre enmezcla). Uvas demesa, Cardinal.

Boscia et al(1995). Ex 2a deGugerli et al(1984)

SI Sin datos

7 Balcanes,Italia

Típicos suaves (aveces latente)

Choueiri et al(1996)

NO Parcial Similar aclostero transmitidospor mosca blanca

8 Canadá Sin información Morris et al1997

NO Sin datos

SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL

• Hasta el momento no se conocen variedades o portainjertos resistentes o inmunes a esta enfermedad.

• Latente en la mayoría de portainjertos “americanos”.

• Los síntomas en V. vinifera depende de: cultivar, suelo, clima, cepa de virus.

• GLRaV 2: Kober 5BB, 5C, 1103P, 3309 sensibles, decoloración follaje, decaimiento y muerte, incompatibilidad.

MECANISMOS DE TRANSMISIÓN• PROPAGACIÓN VEGETATIVA (LATENTE EN PORTAINJERTOS).

• 1983 SE COMPROBÓ TRANSMISION POR INSECTOS

• GLRaV-1 – Pseudococcidos: Helicoccus bohemicus, Phenacoccus aceris– Cochinillas blandas: Pulvinaria vitis, Parthenolecanium corni

y Neopulvinaria innumerabilis.

• GLRaV-3 – Planococcus ficus, P. citri, Pseudococcus longispinus, Ps.

calceolar¡ae, Ps. maritimus, Ps. affinis = Ps. viburni, Ps. comstocki.

– Pulvinaria vitis, Neopulvinaria innumerabilis.

• GLRaV-5 y 9: Ps. longispinus

• Semipersistente y no hay especificidad por vector.• No se transmite por semilla.

• Cochinillas blandas

No reportadas en No reportadas en UruguayUruguay

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IN S E C T O G L R a V 1 G L R a V 2 G L R a V 3

P la n o c o c c u s c itri E sp a ñ a (9 7 )C a lif. (0 0 )

P se u d o c o c c u sc a lc e ola ria e

N . Z . (1 9 9 7 )

P s. m a ri t im u s C a lif. (2 0 0 0 )P s. v ib u rn i C a lif. (2 0 0 0 )P s. lo n g isp in u s S i N . Z . (1 9 9 7 )

C a lif. (2 0 0 0 )P s. a ff in is C a lif.

(1 9 9 5 )H e lioc o c c u sb o h e m ic u s

F r a n c ia(2 0 0 0 )

F r a n c .(2 0 0 0 )

P h e n a c o c c u sa c e ris

F r a n c ia(2 0 0 0 )

F r a n c .(2 0 0 0 )

P u lv in a ria v itis Ita l ia (1 9 9 4 )N e o p u lv in a riain n u m e ra b il is

Ita l ia(1 9 9 7 )

P a rth e n o le c a n iu mc o rn i

Ita l.(1 9 9 7 ) ,F r a .(2 0 0 0 )

G L R a V 3 : S e m ip ersis te n te ,A u s tr a lia : 23 -5 2 % e n 11 a ños , E s pa ña : 3 3-83 % e n4 a ñ os .

ESTUDIOS DE TRANSMISIÓN DE GLRaV 3 POR CHANCHITO BLANCO EN URUGUAY

• Planococcus ficus como plaga en vid.

• Maman y Peyrou (1997) transmisión en laboratorio.

• Maeso et. al (1999) y (2000) confirmación transmisión a campo y determinación de tiempos de adquisión y transmisión en laboratorio.

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ENSAYO DE CAMPO Evolución de la detección de GLRaV 3:

A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años.

Grupo Plantas/ Porcentaje Plantas ELISA +de plantas grupo 1997 1998 1999

1 10 90 100 1002 11 91 91 912 12 67 83 834 12 91 100 1005 11 82 100 1006 12 67 75 75

TOTAL 68 79 90 90

ENSAYO DE CAMPO Presencia de chanchito blanco :

A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años.

Grupo Plantas/ Porcentaje Plantas con chanchito blancode plantas grupo 1997 1998 1999

1 10 80 0 502 11 82 0 452 12 58 0 834 12 58 0 505 11 73 0 456 12 42 0 58

TOTAL 68 65 0 56

ENSAYO DE CAMPO B. plantas en maceta cv C. Franc.

AÑO POSITIVAS CON ENRULAMIENTO/ CON CHANCHITO/PUESTA ELISA/TOTAL TOTAL TOTALEN CAMPO 5/8/98 11/8/99 20/4/98 8/4/99 8/4/99

1997 2/20 3/20 0/20 2/20 12/201998 1/9 0/9 5/91999

TOTAL 2/20 4/29 0/20 2/29 17/29

8

ENSAYO DE LABORATORIOC. Número mínimo de insectos para prueba de

transmisión maceta cv C. Franc. Nov. 97-Ene 98.

N° Insectos/ Repeticiones Síntomas ELISA ELISA planta 1998-99 1998 1999

5 9 0/9 0/9 0/910 13 2/13 2/13 2/1320 13 1/13 1/13 1/13

9

ENSAYO DE LABORATORIO C. Determinación del período de adquisición

macetas cv C. Franc. dic. 98- mar 99.

Tiempo de Repeticiones Pruebaadquisición ELISA

199930 min 26 negativo60 min 24 negativo120 min 24 negativo1 día 8 negativo7 días 5 negativo

7 1/7 positivo

ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000)D. Determinación del período de adquisición

macetas cv C. Franc. feb.- mar 00.

Tiempo de Repeticiones Pruebaadquisición ELISA

2000-011 día 16 negativo3 días 3 negativo7 días 9 negativo15 días 6 negativo

ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000)E. Determinación del período de transmisión

macetas cv C. Franc. ene.- mar 99.

Tiempo de Repeticiones Prueba Pruebatransmisión ELISA ELISA

1999 200030 min 12 2/12 + 2/12 +60 min 12 negativo 4/12 +120 min 12 negativo 1/12 +1 día 12 negativo 1/12 +7 días 14 negativo negativo

ENSAYO DE LABORATORIO F. Determinación del período de transmisión

macetas cv C. Franc. ene.- mar 00

Tiempo de Repeticiones Prueba Pruebatransmisión ELISA ELISA

2000 200115 min 11 negativo 1/11 +30 min 21 negativo negativo60 min 20 negativo negativo15 días 19 negativo 1/19 +

CONCLUSIONES TRABAJOS INIA

• Se confirmó la transmisión en Uruguay.

• En laboratorio: 10 insectos pueden transmitir.

• En laboratorio: difícil adquisición . Por lo menos 7 días y % bajo.

• En laboratorio: Una vez adquirido el virus se transmite rápido (15-30 minutos).

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MÉTODOS DE DETECCIÓN

• Injerto de indicadoras leñosas:

– Cultivares tintos altamente sensibles (C. Franc, Pinot noir, Gamay, C. Sauvignon, Barbera, Mission.)

– El injerto en verde en invernáculo es más rápido en desarrollar síntomas.

11

• GLRaV 2 único con transmisión mecánica a Nicotiana spp.

MÉTODOS DE DETECCIÓN

ELISA:• VENTAJAS:

• Rapidez• Facilidad• Economía

– LIMITANTES:• Importante momento y parte de la planta a

analizar.• GLRaV 1-9 se detectan con sueros diferentes.

FECHA DE POSICIÓN DE LA HOJA PECÍOLOS BASE DE SARMIENTOLA PRUEBA 1+2 3+4 1+2 3+4 BROTE

NUEVO26/11/9210/12/9224/12/9211/01/9322/02/9302/03/93

Se pudo detectar GLRaV III en TODAS las muestras

Se pudo detectar GLRaV III en la mayoría de las muestras

NO se detectó GLRaV III en las muestras

Órgano y momento óptimo para el análisis de GLRaV 3 por ELISA.

Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994)

GLRaV Distribución Síntomas Primerreporte

AntisuerosComerciales

Conocimiento delgenoma

1 Mundial(Uruguay?)

Siempre típicos Gugerli et al(1984)

SI Parcial Relac.clostero trans. porpulgones

2 Mundial LR No típico.Incompatibilidad

Ex - GCBaVMonette (1991)

SI Total. Idem(8 ORF)

3 Mundial Típicos (a veceslatente)

Rosciglione &Gugerli (1986)

SI Total Grupo propio(12 ORF)

4 Aus. Chipre,Hung, S. AfrTaiwan, USA

Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio

5 Aus., Fra., S.Afr. USA

Suaves (W.Emperor)

Walter &Zimmerman(1990)

NO Grupo propio

6 Italia, S. Afr.,Suiza

Sin información(Siempre enmezcla). Uvas demesa, Cardinal.

Boscia et al(1995). Ex 2a deGugerli et al(1984)

SI Sin datos

7 Balcanes,Italia

Típicos suaves (aveces latente)

Choueiri et al(1996)

NO Parcial Similar aclostero transmitidospor mosca blanca

8 Canadá Sin información Morris et al1997

NO Sin datos

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MÉTODOS MOLECULARES

• ds ARN en gel de poliacrilamida.

• sondas de ADN.

• PCR (el más promisorio, muy sensible).

GLRaV Distribución Síntomas Primerreporte

AntisuerosComerciales

Conocimiento delgenoma

1 Mundial(Uruguay?)

Siempre típicos Gugerli et al(1984)

SI Parcial Relac.clostero trans. porpulgones

2 Mundial LR No típico.Incompatibilidad

Ex - GCBaVMonette (1991)

SI Total. Idem(8 ORF)

3 Mundial Típicos (a veceslatente)

Rosciglione &Gugerli (1986)

SI Total Grupo propio(12 ORF)

4 Aus. Chipre,Hung, S. AfrTaiwan, USA

Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio

5 Aus., Fra., S.Afr. USA

Suaves (W.Emperor)

Walter &Zimmerman(1990)

NO Grupo propio

6 Italia, S. Afr.,Suiza

Sin información(Siempre enmezcla). Uvas demesa, Cardinal.

Boscia et al(1995). Ex 2a deGugerli et al(1984)

SI Sin datos

7 Balcanes,Italia

Típicos suaves (aveces latente)

Choueiri et al(1996)

NO Parcial Similar aclostero transmitidospor mosca blanca

8 Canadá Sin información Morris et al1997

NO Sin datos

Total 9 ORFTotal 13 ORF diferente al resto de Clostero

Total 10 ORF

9 filogenéticamente relacionado a 5

CONTROL

• Uso de material propagativo sano.• Métodos de saneamiento:

– Termoterapia.– Cultivo in vitro.– Termoterapia + cultivo in vitro.

• MANEJO DE CHANCHITO BLANCO COMO VECTOR DE VIRUS.

NEPOVIRUS–Degeneración progresiva

(Nepovirus europeos).

–Decaimiento (Nepovirusamericanos).

NEPOVIRUS• Virus poliédricos transmitidos por nematodos.• Síntomas:

– Deformación,– Reducción de lámina foliar, – Coloraciones anormales,– Acortamiento e irregularidad de entrenudos, nudos

dobles, fasciaciones,– Reducción número y tamaño de racimos, corrimiento

(“millerandage”). Menor calidad y cantidad de rendimiento.

– Menor longevidad, prendimiento, y enraizado.

• De acuerdo a síntoma final:– Degeneración progresiva (Nepovirus europeos).– Decaimiento (Nepovirus americanos).

LOS EFECTOS DE LOS NEPOVIRUS DEPENDEN DE:

• Cultivar• Aislado del virus• Portainjerto. • Las especies de vides americanas y sus híbridos

son muy sensibles a los nepovirus europeos (Ej. GFLV) y por esa vía se perjudica a la variedad que no lo es.

• Las vides europeas y sus híbridos por el contrario son más sensibles a los nepovirus americanos (ej. TRSV, ToRSV)

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NEPOVIRUS CAUSANTES DE DEGENERACIÓN INFECCIOSA (EUROPEOS)

VIRUS NEMATODO DISTRIBUCIÓN VECTOR GEOGRÁFICA

Artichoke Italian latent AILV L. apulus BulgariaL. fascians

Arabis mosaic ArMV X. diversicaudatum Bulg. Suiza, Croacia, Alemania, HungríaFrancia, Israel, Italia, Japón y Ucrania.

Blueberry leaf mottle BBLMV desconocido EEUUGrapevine Bulgarian latent GBLV desconocido Bulgaria, Croacia, Portugal, HungríaGrapevine chrome mosaic GCMV desconocido Austria, Croacia, Hungría, Rep. ChecaGrapevine fan leaf virus GFLV X. index MundialRaspberry ringspot RRV L. macrosoma Suiza, Alemania

L. elongatusP. maximus

Strawberry latent ringspot SLRSV X. diversicaudatum Italia, Portugal, Rep. Chec. TurquíaTomato black ring virus TBRV L. attenuatus Canadá, Croacia, Alemania, Grecia,

L. elongatus Israel, Francia y Hungría

NEPOVIRUS CAUSANTES DE DECAIMIENTO (AMERICANOS)

VIRUS NEMATODO DISTRIBUCIÓN VECTOR GEOGRÁFICA

Peach rosette mosaic PRMV X. americanum Canadá, EEUUL. diadecturusL. elongatus

Tomato ringspot ToRSV X. californicum Canadá, EEUUX. rivesi

Tobacco ringspot TRSV X. americanum Canadá, EEUU

FAN LEAF

• Sinónimos: Court-noue, panachure, degenerescence infectieuse, yellowmosaic, vein banding.

• Es uno de los virus de la vid más importantes: distribución y vector.

HISTORIA

• 1865 Cazalis-Allut. Ya se reporta la enfermedad (Frontignan, Sur de Francia)

• 1902 Baccarini. Propone origen viral• 1918 Petri. Transmisión por agua de suelo de plantas enfermas.• 1958 Hewitt. Transmisión por Xiphinema index• 1960 Cadman. Transmisión a huéspedes herbáceos• 1963 Se aisla virus y se caracteriza su síntomatología y

transmisión.• 1967 Berks: Detección serológica.• 1968 Boubals & Dalmasso. Desinfección de suelos para control

de vector.• 1985 Walker: Germoplasma resistente a GFLV.• 1993 Nolasco & De Sequeira. IC-PCR.

TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLVLUGAR VARIEDAD PÉRDIDA OBSERVACIONES

Alemania Varias (1 há 430 g/planta vs. Schneiders (1934)Valle Moselle en estudio) 680 g/planta

Francia Chardonay 4,4 t/há vs Fumigación8,4-8,8 t/há Vuittenez (1958)

Francia Muscatt a 77% de Idempetit grains rendimiento Boubals (1964)

Francia Chardonay 75% Legin (1970)

Alemania Traminer 44-94% Rudel (1984)

Chile Thompson 12% Auger et al (1992)seedless

Suiza Chasselas 78% Bovey (1970)Merlot 87%

Pinot noir 98%

Italia Moscato 23% reducción Raza suave de GFLVbianco rendimiento Gay et al (1981)Barbera 26% aumento Nebbiolo 19% aumento

Australia Thompson 50% Woodham & Alexanderseedless (1966)

TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLVLUGAR VARIEDAD PÉRDIDA OBSERVACIONES

Italia portainjertos -46% peso de Babini et al (1981) híbridos poda

Alemania SO4 enraizamiento: Bruckbauer (1962)75% vs. 25% prendimiento:

45% vs 6%

Italia Nebbiolo < vigor Manini et al (1994) rend. 50%

mayor acidez Chile Thompson < fotosíntesis Auger et al (1992)

seedless < diámetro troncoy racimo

< rendimiento

Italia in vitro < crecimiento, Barba et al (1993)< raíces y

desarrollo

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Incidencia del mosaico amarillo de la vid (GFLV) sobre el cv. C. Franc

D. Maeso & E. Disegna (1993)• Período 1986-1992

Parámetro Aumento de sana/enferma (%)1986 1987 1988 1989 1990 1991 1992

N° Total de racimos/planta 23 75* 69* 58* 76 27,5 97*Rendimiento total/planta 12 134* 81* 72* 33 27 139*Peso prom. racimo -5,5 37* 8,3 8,2 -7,8 2,15 21Peso de poda 14 11,4 29 12,4 -0 0,77 -----Corrimiento (%) 24 -65* -22 -4,8 -169*Grado Alcohol Probable -4 -8,4* -12,5 -11 -13,4* -18*

Síntomas• Malformaciones: acortamiento e irregularidad de

entre nudos, nudos dobles, sarmiento en zig-zag, fasciaciones, aplanamiento, def. foliar, asimetría, aserrado, “hoja en abanico en rupestris”

• Mosaico amarillo: leve en primavera, no progresa en verano y aclara, racimos pequeños, problemas de cuajado

• Bandeado de nervaduras: área amarilla en bandas en nervaduras principales. Alto efecto sobre cuajado.

• Común a todos: – Menor rendimiento– Menor longevidad– Menor vigor– “Corrimiento”

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• Mosaico amarillo: leve en primavera, no progresa en verano y aclara, racimos pequeños, problemas de cuajado

Síntomas

• Bandeado de nervaduras: área amarilla en bandas en nervaduras principales. Alto efecto sobre cuajado.

Síntomas

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Síntomas

• Común a todos: – Menor rendimiento– Menor longevidad– Menor vigor– “Corrimiento”

Agente Causal• Nepovirus: Grapevine fan leaf virus (GFLV).

• Virus poliédrico 30 nm de diámetro.

• Selorógicamente uniforme. Varios serotipos y cepas de diferente agresividad.

• RNA 1 (7342 nt) y RNA 2 (3744 nt) encapsidadosen diferentes partículas necesarios ambos para infectividad.

• Satélite asociado con algunos aislados RNA 1114 nt.

TRANSMISIÓN• Material propagativo enfermo.• Nematodo: Xiphinema index

– En la capa anterior del tubo digestivo como capa única que se degrada en la muda.

– Retiene el virus por algunos meses.– Se adquiere en 5 min. desde larva.

Xiphinema index

– GFV no se trasmite a la progenie

– Xiphinema index. Poco movimiento 1,3-1,5 m/año

– GFV/nemátodo. Perduran en restos de raíces varios años.

– Especificidad de transmisión con aislamientos de igual región. Cubierta proteica.

– Vectores no confirmados: X. italiae , X. vuittenezi

–Ciclo del nemátodo:• 22-27 días (24°C) California• 3- 5 meses (28°C) Israel

• Xiphinema index: España: en 14% de los viñedos y en 50% de los viñedos con GFLV. Italia: en 15% de los viñedos.

• Presente en Uruguay focalizado (relevamiento INIA-INAVI 1993 Dr. F. Lamberti 2 muestras/52)

• Se tomaron medidas sanitarias para impedir su diseminación.

• No se confirmó transmisión de GFLV por semilla de vid, sí de herbáceas.

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SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL

• Susceptibles todas las V. vinifera y muy susceptibles V. rupestris.

• V. labrusca se infecta pero muestra pocos síntomas.

• Resistencia varietal: Muscadinia rotundifolia y Vitis munsoniana para cruzamientos. Resistencia a transmisión y alimentación de nematodos. Unico gen dominante.

• Izadpanah et al. 2003. Detección en Cynodondactylon y Polygonum aviculare.

DETECCIÓN

• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje) Recomendable. Vitis rupestris cv. Saint George.

• Inoculación a indicadoras herbáceas.

• ELISA

• MÉTODOS MOLECULARES

DETECCIÓN

• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje).

• Inoculación a indicadoras herbáceas (C. quinoa, C. amaranticolor, G. globosa).

• ELISA

• MÉTODOS MOLECULARES

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DETECCIÓN

• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje)

• Inoculación a indicadoras herbáceas

• ELISA: Sueros poli y monoclonales que separan aislamientos.– Método fácil, rápido y económico.– Recomendable: detección en comienzo de brotación.– Se puede determinar en madera en dormancia.

• MÉTODOS MOLECULARES

FECHA TAMAÑO DE HOJASS M L 2L 3L 4L 5L

24/09/9109/10/9124/10/9105/11/9126/11/9116/01/9220/02/92

TAMAÑO ÁREAS <10 cm2 Detección en todas las muestrasM 10-20L 20-30 Detección en la mayoría de las muestras2L 30-503L 50-90 Sin detección4L 90-1305L >130

Momento Momento óóptimo para el anptimo para el anáálisis de GFLV por ELISA.lisis de GFLV por ELISA.

Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994)

CONTROL

• Material de propagación de sanidad controlada.• Análisis nematológico pre-plantación.• En zonas con GFLV y X. index:

– Rotación >3 años, sino no hay ventaja con no rotar (óptimo 4-5 años). Huépedes del nemátodo: olivo, vid, tomate, naranjo, higos.

– “Devitalización” (Boubals 1994): Roundup 600 l/hásolución 1,2% a las vides 3-6 meses antes de arrancar.

– Desinfección de suelos:• DD (1200 lt/há) desinfecta 60 cms. Usado en Europa.

Buen control y efecto por 4-6 años.– ¿Futuro?:

• Portainjertos resistentes• ¿Protección con cepas débiles?• ¿Ingeniería genética?

COMPLEJO MADERA RUGOSA

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HISTORIA• Distribución mundial.• Hewitt (1954): corteza corchosa (“corky

bark”).• 1959: Acanaladuras de rupestris (“legno

riccio”-”rupestris stem pitting”)• Savino (1988 ): Acanaladuras de Kober

5BB (“Kober stem grooving”)• Garau (1989): Acanaladuras de LN33

(“LN 33 stem grooving”)• Tanne: Transmisión por P. ficus

SÍNTOMAS• Depende de combinación var./pie, suelo, temporada,

etc. • No hay síntomas en follaje salvo CB en algunas

variedades (similar a enrulamiento).• Principalmente en vides injertadas. En var., pie o

ambos.• Menor vigor, menor rendimiento, brotación tardía,

decaimiento, muerte.• Abultamientos en región de injerto, diferencia en

diámetro pie/injerto. Corteza gruesa, corchosa, esponjosa. Estrías, acanaladuras y necrosis de madera.

“CORKY BARK”

(CORTEZA CORCHOSA)

CORKY BARK• Agentes causales: Vitivirus

– Grapevine virus B. 7599 nt. Similar a GVA. El más asociado a CB. Trascapsidación con GVA (mezcla fenotípica).

– Grapevine virus C poco conocido (Canadá) diferente serológicamente de GVA y GVB.

– GVD asociado con “corky rugose wood” corcho en vides a campo sobre la unión de injerto . 825 nmSecuenciado en parte 7600 nt.

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Citopatología de GVA,B,C,D

• Las partículas forman agregados que a veces ocupan todo el lumen del floema.

• Engrosamientos de paredes celulares por depósito de sustancias similares a callosa.

• Proliferación y acumulación de membranas citoplasmáticas.

• Evaginaciones vesiculares del tonoplastosobresaliendo hacia la vacuola y conteniendo material similar a dsRNA.

TRANSMISIÓN

• Mecánica a Nicotiana spp.

• Transmisibles por chanchitos blancos:– GVA y GVB: Pseudococcus longispinus, P.

affinis, Planococcus ficus. Y cochinillas blandas.

– Forma no persistente

RUPESTRIS STEM PITTING RUPESTRIS STEM PITTING ((““LegnoLegno riccioriccio””))

RUPESTRIS STEM PITTING (“Legno riccio”)

• Agentes causales:– Grapevine rupestris stem pitting associated virus

(GRSaV) (Foveavirus). – Muchas variantes entre aislamientos – Difícil de ver al ME. 730 nm largo. Similar a

Potexvirus.– 8726 nt, secuenciado. 5-6 ORF.– Falta mucha investigación

• No es trasmisible a herbáceos, no se sabe aún transmisión por insectos.

• Sospecha de ser llevado por polen. Aún información conflictiva si se transmite por semilla de vid.

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KOBER STEM GROOVING

• Grapevine virus A (Vitivirus)

• Transmitido por:– Chanchitos blancos: Pseudococcus

longispinus, Ps. afinis, Planococcus citri, Pl. ficus, Heliococcus bohemicus

– Cochinilla blanda: Neopulvinariainnumerabilis

• Forma semi-persistente sin latencia.

LN 33 STEM GROOVING

• Aún no se conoce mucho de esta enfermedad.

DIAGNÓSTICO POR INDICADORAS LEÑOSAS

INDICADOR CB RSP KSG LNSG

LN33 Inchamiento en entrenudos xxxxx xxxxx Acanaladuras acanaladuras y hoyos y hoyosenrojecimiento y enrollado

Vitis rupestris Acanaladuras Hoyos en sentido xxxxx xxxxxy hoyos basípeto, bajo yema injertada

Kober 5 BB xxxxx xxxxx Acanaladuras xxxxx

* Recientemente: asociaci* Recientemente: asociacióón presencia de n presencia de GRSPaVGRSPaV con con ““pittingpitting””en nervaduras de 110R.en nervaduras de 110R.

**

OTROS MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO

• En estudio. Aún no muy desarrollados.• Vitivirus: indicadoras herbáceas (Nicotiana spp.)

• ELISA: virus poco inmunogénicos y difíciles de trabajar (sueros vía biología molecular).

• Usar raspaduras de corteza de sarmientos maduros en dormancia.

• RT-PCR

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CONTROL• Materiales de sanidad controlada. (no

huéspedes alternativos en naturaleza y poco movimiento de vector no se disemina naturalmente lejos).

• Se pueden de eliminar por termoterapia.• Cultivo in vitro + termoterapia.• GVA se puede eliminar con criopreservación.• Difícil control de vector (cubierta cerosa,

invernan bajo corteza).• No hay fuentes naturales de resistencia.• Experiencias con plantas transgénicas.

COMPLEJO “FLECK”

“Flecking”

• Muy común. Latente en mayoría de variedades y portainjertos.

• Síntomas: – V. rupestris: manchas cloróticas

traslúcidas y moteado a lo largo de las nervaduras de tercer o cuarto orden en primavera. Puede deformar hoja si es intenso.

– Desaparecen en verano pero vuelven en otoño.

Agente• Grapevine flecking virus (GFkV). • Isométrico (30 nm). • Familia Tymoviridae. Género Maculavirus.• 7564 nt, 4 ORF.• Limitado a floema.

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TRANSMISIÓN

• No se transmite a herbáceos ni por semilla.

• Aún sin vectores (en Italia, Sudáfrica y Japón hay reportes de transmisión a campo).

Detección:

• injerto en V. rupestris S. George.

• ELISA:

– Hoja (no hay diferencias), sarmiento, floema, raíces herbáceas. No se conocen serotipos.

PÉRDIDAS• Disminución de enraizamiento y

prendimiento de injertos.• Reducción de peso de poda. • Asociado con necrosis de nervaduras

(52%) y mosaico de nervaduras (37%).• En Japón combinado con leaf roll

produce enfermedad de “ajinashika”(falta de gusto).

OTROS VIRUS• MOSAICO DE NERVADURAS

– Latente en mayoría de variedades y portainjertos– Susceptible: Riparia Gloire de Montpelier– Mosaico verdoso alrededor de nervaduras principales y

secundarias en primavera.

• NECROSIS DE NERVADURAS– Latente en mayoría de variedades y portainjertos.– Susceptible portainjerto 110R– Necrosis parcial de nervaduras, primero en envés,

manchas necróticas y necrosis de pecíolos. Puede matar indicador.

– Presente en Francia, Italia, Grecia, Ucrania, Bulgaria y Brasil

Cuadro 1. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en 1999. ORIGEN Número

de clones

Positivas ELISA GLRaV III

Positivas ELISA GFV

Positivas ELISA GFkV (2003)

Enrolla-miento en test leñoso

“Fleck” en test leñoso

Deformación foliar en Saint George en test leñoso

“Corky bark” enLN 33 en test leñoso

1 4 2/3 0/3 0/5 4/4 3/3 2/3 0/4 2 7 0/6 0/7 4/7 5/7 4/5 4/5 2/7 3 20 12/20 0/20 8/18 13/19 14/15 9/15 0/20 4 5 0/5 0/5 0/5 5/5 5/5 5/5 1/5 5 3 3/3 0/3 1/3 3/3 2/3 2/3 0/3 6 8 0/8 --- ---- --- --- --- --- TOTAL 47 17/45 0/38 13/38 30/38 28/31 22/31 3/39 % 37 0 34 79 90 71 8

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Cuadro 2. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en 2001. ORIGEN Número

de clones

Positivas ELISA GLRaV III

Positivas ELISA GFV

Positivas ELISA GFkV (2003)

Enrolla-miento en test leñoso

“Fleck” en test leñoso

Deformación foliar en Saint George en test leñoso

“Corky bark” enLN 33 en test leñoso

4 6 0/6 0/5 2/6 1/5 1/5 1/5 0/3 7 5 1/5 0/4 1/2 1/3 0/3 0/3 0/3 8 13 8/13 0/8 1/6 5/7 4/6 0/6 1/6 9 15 14/15 0/11 3/6 5/8 5/6 0/6 1/7 10 11 2/9 0/8 2/7 4/8 2/7 2/7 0/7 TOTAL 50 12/46 0/36 9/27 16/31 12/27 3/27 2/26 % 26 0 33 52 44 11 8